Метаболомика - современный подход при изучении адаптации растений картофеля к биотическому и абиотическому стрессу

Автор: Пузанский Р.К., Емельянов В.В., Шишова М.Ф.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Агросистемы будущего

Статья в выпуске: 1 т.53, 2018 года.

Бесплатный доступ

Геномные и протеомные исследования в значительной степени расширили возможности решения спектра задач по расшифровке механизмов регуляции роста и развития растений в постоянно изменяющихся условиях окружающей среды. Не менее значимым стало появление еще одного направления системной биологии - метаболомики, сфокусированной на изучении динамики низкомолекулярных соединений, которые можно рассматривать как результат совокупности метаболических процессов в организме. Интенсивность этих процессов подвержена существенным изменениям при действии как биотических, так и абиотических стрессовых факторов. Исследования по метаболомному анализу проводятся не только на модельных объектах, но и на сельскохозяйственных растениях. К их числу относится картофель, входящий в десятку наиболее востребованных культур. Представленный обзор ставит целью обобщить имеющиеся в литературе данные о выявленных с помощью метаболомного подхода системных биохимических перестройках при действии патогенных вирусов и микроорганизмов, насекомых, а также абиотических стрессоров на растения картофеля ( Solanum tuberosum L.). Данные последних лет указывают на то, что метаболомный анализ позволяет не только охарактеризовать развитие вирусных и грибных болезней картофеля, но и тестировать устойчивость к ним у различных видов и сортов (H. Hamzehzarghani с соавт., 2016; T. Stare с соавт., 2015; H. Tai с соавт., 2014; S. Tomita с соавт., 2017). Для ряда соединений вторичного метаболизма показаны значимые изменения. Метаболомный подход достаточно чувствителен и для выявления перестроек при действии абиотических факторов. В обзоре рассмотрены метаболические перестройки, непосредственно связанные с дегидрированием клетки, в том числе при воздействии осмотических и температурных стрессоров. Особое значение имеет содержание аминокислот и сахаров. Однако требуется ряд дополнительных исследований, которые позволят выявить, насколько изменятся метаболические перестройки при совместном действии нескольких факторов, например недостатка влаги и повышения температуры (V. Arbona с соавт., 2013; M. Drapal с соавт., 2017; R.D. Hancock с соавт., 2014). Абсолютное большинство данных получено при изучении метаболома различных вегетативных органов растений картофеля. К сожалению, метаболомные особенности генеративных органов в настоящее время не изучены. Полностью отсутствуют сведения о метаболомном профилировании формирования пыльцы, в том числе у форм картофеля с цитоплазматической мужской стерильностью. Это указывает на актуальность развития обсуждаемого направления в исследовании метаболома у картофеля. Дальнейшая стандартизация протоколов метаболомного анализа и методов обработки полученных результатов позволит использовать метаболомику не только как важнейший компонент фундаментальных исследований, но со временем и как основу мониторинга коллекционных образцов, создаваемых сортов и гибридов картофеля. Анализ современных данных свидетельствует о перспективности такого подхода для фенотипирования различных генотипов картофеля, а также выявления форм, устойчивых к различным типам неблагоприятных воздействий.

Еще

Метаболомика, картофель, биотический стресс, патогены, вирусная инфекция, грибная инфекция, насекомые-вредители, абиотический стресс

Короткий адрес: https://sciup.org/142213889

IDR: 142213889   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2018.1.15rus

Список литературы Метаболомика - современный подход при изучении адаптации растений картофеля к биотическому и абиотическому стрессу

  • Aliferis K.A., Jabaji S. FT-ICR/MS and GC-EI/MS metabolomics networking unravels global potato sprout's responses to Rhizoctonia solani infection. PLoS ONE, 2012, 7(8): e42576 ( ) DOI: 10.1371/journal.pone.0042576
  • Oliver S.G., Winson M.K., Kell D.B., Baganz F. Systematic functional analysis of the yeast genome. Trends Biotechnol., 1998, 16(9): 373-378.
  • Tweeddale H., Notley-McRobb L., Ferenci T. Effect of slow growth on metabolism of Escherichia coli, as revealed by global metabolite pool ("Metabolome") analysis. J. Bacteriol., 1998, 180(19): 5109-5116.
  • Aliferis K.A., Chrysayi-Tokousbalides M. Metabolomics in pesticide research and development: review and future perspectives. Metabolomics, 2011, 7: 35 ( ) DOI: 10.1007/s11306-010-0231-x
  • Hong J., Yang L., Zhang D., Shi J. Plant metabolomics: an indispensable system biology tool for plant science. Int. J. Mol. Sci., 2016, 17(6): 767 ( ) DOI: 10.3390/ijms17060767
  • Birch P.R.J., Bryan G., Fenton B., Gilroy E.M., Hein I., Jones J.T., Prashar A., Taylor M.A., Torrance L., Toth I.K. Crops that feed the world. 8: Potato: are the trends of increased global production sustainable? Food Secur., 2012, 4(4): 477-508 ( ) DOI: 10.1007/s12571-012-0220-1
  • Roessner U., Wagner C., Kopka J., Trethewey R.N., Willmitzer L. Simultaneous analysis of metabolites in potato tuber by gas chromatography-mass spectrometry. Plant J., 2000, 23(1): 131-142 ( ) DOI: 10.1046/j.1365-313x.2000.00774.x
  • Пузанский Р.К., Емельянов В.В., Гавриленко Т.А., Шишова М.Ф. Перспективы метаболомных исследований растений картофеля. Вавиловский журнал генетики и селекции, 2017, 21(1): 112-123 ( ) DOI: 10.18699/VJ17.229
  • Kogovšek P., Pompe-Novak M., Petek M., Fragner L., Weckwerth W., Gruden K. Primary metabolism, phenylpropanoids and antioxidant pathways are regulated in potato as a response to potato virus Y infection. PLoS ONE, 2016, 11(1): e0146135 ( ) DOI: 10.1371/journal.pone.0146135
  • Friedman M. Potato glycoalkaloids and metabolites: roles in the plant and in the diet. J. Agric. Food Chem., 2006, 54(23): 8655-8681 ( ) DOI: 10.1021/jf061471
  • Ginzberg I., Tokuhisa J.G., Veilleux R.E. Potato steroidal glycoalkaloids: Biosynthesis and genetic manipulation. Potato Res., 2009, 52(1): 1-15 ( ) DOI: 10.1007/s11540-008-9103-4
  • Barker H., Dale M.F.B. Resistance to viruses in potato. In: Natural resistance mechanisms of plants to viruses/G. Loebenstein, J.P. Carr (eds.). Springer, Dordrecht, 2006: 341-366.
  • Макарова С.С., Макаров В.В., Тальянкий М.Э., Калинина Н.О. Устойчивость картофеля к вирусам: современное состояние и перспективы. Вавиловский журнал генетики и селекции, 2017, 21(1): 62-73 ( ) DOI: 10.18699/VJ17.224
  • Pompe-Novak M., Gruden K., Baebler Š., Krečič-Stres H., Kovač M., Jongsma M., Ravnikar M. Potato virus Y induced changes in the gene expression of potato (Solanum tuberosum L.). Physiol. Mol. Plant Pathol., 2006, 67(3-5): 237-247 ( ) DOI: 10.1016/j.pmpp.2006.02.005
  • Baebler Š., Krečič-Stres H, Rotter A., Kogovšek P., Cankar K., Kok E.J., Gruden K., Kovač M., Žel J., Pompe-Novak M., Ravnikar M. PVYNTN elicits a diverse gene expression response in different potato genotypes in the first 12 h after inoculation. Mol. Plant Pathol., 2009, 10(2): 263-275 ( ) DOI: 10.1111/j.1364-3703.2008.00530.x
  • Goyer A., Hamlin L., Crosslin J.M., Buchanan A., Chang J.H. RNA-Seq analysis of resistant and susceptible potato varieties during the early stages of potato virus Y infection. BMC Genomics, 2015, 16: 472 ( ) DOI: 10.1186/s12864-015-1666-2
  • Quenouille J., Vassilakos N., Moury B. Potato virus Y: a major crop pathogen that has provided major insights into the evolution of viral pathogenicity. Mol. Plant Pathol., 2013, 14(5): 439-452 ( ) DOI: 10.1111/mpp.12024
  • Crosslin J.M., Hamm P.B., Eastwell K.C., Thornton R.E., Brown C.R., Corsini D., Shiel P.J., Berger P.H. First report of the necrotic strain of potato virus Y (PVYN) on potatoes in the Northwestern United States. Plant Dis., 2002, 86(10): 1177-1177 ( ) DOI: 10.1094/PDIS.2002.86.10.1177C
  • Stare T., Ramšak Ž., Blejec A., Stare K., Turnšek N., Weckwerth W., Wienkoop S., Vodnik D., Gruden K. Bimodal dynamics of primary metabolism-related responses in tolerant potato-Potato virus Y interaction. BMC Genomics, 2015, 16: 716 ( ) DOI: 10.1186/s12864-015-1925-2
  • Fry W. Phytophthora infestans: the plant (and R gene) destroyer. Mol. Plant Pathol., 2008, 9(3): 385-402 ( ) DOI: 10.1111/j.1364-3703.2007.00465.x
  • Haas B., Kamoun S., Zody M., Jiang R., Handsaker R., Cano L. et al. Genome sequence and analysis of the Irish potato famine pathogen Phytophthora infestans. Nature, 2009, 461(7262): 393-398 ( ) DOI: 10.1038/nature08358
  • Ma Z., Michailides T.J. Advances in understanding molecular mechanisms of fungicide resistance and molecular detection of resistant genotypes in phytopathogenic fungi. Crop Prot., 2005, 24(10): 853-863 ( ) DOI: 10.1016/j.cropro.2005.01.011
  • Turkensteen L.J. Durable resistance of potatoes against Phytophthora infestans. In: Durability of disease resistance/T.H. Jacobs, J.E. Parlevliet (eds.). Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, 1993: 115-124.
  • Akino S., Takemoto D., Hosaka K. Phytophthora infestans: a review of past and current studies on potato late blight. J. General Plant Pathol., 2013, 80(1): 24-37 ( ) DOI: 10.1007/s10327-013-0495-x
  • Kushalappa A., Gunnaiah R. Metabolo-proteomics to discover plant biotic stress resistance genes. Trends Plant Sci., 2013, 18(9): 522-531 ( ) DOI: 10.1016/j.tplants.2013.05.002
  • Pushpa D., Yogendra K., Gunnaiah R., Kushalappa A., Murphy A. Identification of late blight resistance-related metabolites and genes in potato through nontargeted metabolomics. Plant Mol. Biol. Rep., 2013, 32(2): 584-595 ( ) DOI: 10.1007/s11105-013-0665-1
  • Yogendra K., Kushalappa A., Sarmiento F., Rodriguez E., Mosquera T. Metabolomics deciphers quantitative resistance mechanisms in diploid potato clones against late blight. Funct. Plant Biol., 2014, 42(3): 284-298 ( ) DOI: 10.1071/fp14177
  • Yogendra K., Pushpa D., Mosa K., Kushalappa A., Murphy A., Mosquera T. Quantitative resistance in potato leaves to late blight associated with induced hydroxycinnamic acid amides. Funct. Integrat. Genomics, 2014, 14(2): 285-298 ( ) DOI: 10.1007/s10142-013-0358-8
  • Tomita S., Ikeda S., Tsuda S., Someya N., Asano K., Kikuchi J., Chikayama E., Ono H., Sekiyama Y. A survey of metabolic changes in potato leaves by NMR-based metabolic profiling in relation to resistance to late blight disease under field conditions. Magn. Reson. Chem., 2017, 55(2): 120-127 ( ) DOI: 10.1002/mrc.4506
  • Abu-Nada Y., Kushalappa A.C., Marshall W.D., Al-Mughrabi K., Murphy A. Temporal dynamics of pathogenesis-related metabolites and their plausible pathways of induction in potato leaves following inoculation with Phytophthora infestans. Eur. J. Plant Pathol., 2007, 118(4): 375-391 ( ) DOI: 10.1007/s10658-007-9150-8
  • Hamzehzarghani H., Vikram A., Abu-Nada Y., Kushalappa A.C. Tuber metabolic profiling of resistant and susceptible potato varieties challenged with Phytophthora infestans. Eur. J. Plant Pathol., 2016, 145(2): 277-287 ( ) DOI: 10.1007/s10658-015-0840-3
  • Yogendra К.Т., Kushalappa А.С. Integrated transcriptomics and metabolomics reveal induction of hierarchies of resistance genes in potato against late blight. Funct. Plant Biol., 2016, 43(8): 766-782 ( ) DOI: 10.1071/FP16028
  • Hide G., Read P., Sandison J.P. Stem canker (Rhizoctonia solani) of maincrop potatoes. II. Effects on growth and yield. Ann. Appl. Biol., 1985, 106(3): 423-437 ( ) DOI: 10.1111/j.1744-7348.1985.tb03133.x
  • Carling D., Leiner R., Westphale P. Symptoms, signs and yield reduction associated with Rhizoctonia disease of potato induced by tuberborne inoculum of Rhizoctonia solani AG-3. American Potato Journal, 1989, 66(11): 693-701 ( ) DOI: 10.1007/BF02896825
  • Balendres M.A., Nichols D.S., Tegg R.S., Wilson C.R. Metabolomes of potato root exudates: Compounds that stimulate resting spore germination of the soil-borne pathogen Spongospora subterranean. J. Agric. Food Chem., 2016, 64(40): 7466-7474 ( ) DOI: 10.1021/acs.jafc.6b03904
  • McLeod C., Tolman J.H. Evaluation of losses in potatoes. In: Potato pest management in Canada: Proceedings of a Symposium on Improving Potato Pest Protection, Fredericton, NB/G. Boiteau, R.P. Singh, R.H. Parry (eds.). New Brunswick Department of Agriculture, Fredericton, 1987: 363-373.
  • Kozukue N., Yoon K.-S., Byun G.-I., Misoo S., Levin C.E., Friedman M. Distribution of glycoalkaloids in potato tubers of 59 accessions of two wild and five cultivated Solanum species. J. Agric. Food Chem., 2008, 56(24): 11920-11928 ( ) DOI: 10.1021/jf802631t
  • Shakya R., Navarre D.A. LC-MS analysis of solanidane glycoalkaloid diversity among tubers of four wild potato species and three cultivars (Solanum tuberosum). J. Agric. Food Chem., 2008, 56(16): 6949-6958 ( ) DOI: 10.1021/jf8006618
  • Barbour J.D., Kennedy G.G. Role of steroidal glycoalkaloid a-tomatine in host-plant resistance of tomato to Colorado potato beetle. J. Chem. Ecol., 1991, 17(5): 989-1005 ) DOI: 10.1007/BF01395604
  • Rangarajan A., Miller A.R., Veilleux R.E. Leptine glycoalkaloids reduce feeding by Colorado potato beetle in diploid Solanum sp. hybrids. J. Am. Soc. Hortic. Sci., 2000, 125(6): 689-693.
  • Sabotič J., Smid I., Gruden K., Gašparič M.B., Koruza K., Petek M., Pohleven J., Brzin J., Janko K., Zel J. Inhibition of the growth of Colorado potato beetle larvae by macrocypins, protease inhibitors from the parasol mushroom. J. Agric. Food Chem., 2013, 61(51): 12499-12509 ( ) DOI: 10.1021/jf403615f
  • King R.R., Pelletier Y., Singh R.P., Calhoun L.A. 3,4-Di-Oisobutyryl-6-O-caprylsucrose: the major component of a novel sucrose ester complex from the type B glandular trichomes of Solanum berthaultii Hawkes (PI473340). J. Chem. Soc., Chem. Commun., 1986, (14): 1078-1079 ( ) DOI: 10.1039/C39860001078
  • Carter C.D., Gianfagna T.J., Sacalis J.N. Sesquiterpenes in glandular trichomes of a wild tomato species and toxicity to the Colorado potato beetle. J. Agric. Food Chem., 1989, 37(5): 1425-1428 ( ) DOI: 10.1021/jf00089a048
  • Tai H., Worrall K., Pelletier Y., De Koeyer D., Calhoun L. Comparative metabolite profiling of Solanum tuberosum against six wild Solanum species with Colorado potato beetle resistance. J. Agric. Food Chem., 2014, 62(36): 9043-9055 ( ) DOI: 10.1021/jf502508y
  • Plischke A., Choi Y.H., Brakefield P.M., Klinkhamer P.G.L., Bruinsma M. Metabolomic plasticity in GM and non-GM potato leaves in response to aphid herbivory and virus infection. J. Agric. Food Chem., 2012, 60(6): 1488-1493 ( ) DOI: 10.1021/jf204864y
  • Plischke A. Non-target effects of GM potato: an eco-metabolomics approach. PhD thesis Leiden University, The Netherlands, 2013.
  • Evers D., Lefevre I., Legay S., Lamoureux D., Hausman J., Rosales R.O., Marca L.R., Hoffmann L., Bonierbale M., Schafleitner R. Identification of drought-responsive compounds in potato through a combined transcriptomic and targeted metabolite approach. J. Exp. Bot., 2010, 61(9): 2327-2343 ( ) DOI: 10.1093/jxb/erq060
  • Arbona V., Manzi M., Ollas C., Gómez-Cadenas A. Metabolomics as a tool to investigate abiotic stress tolerance in plants. Int. J. Mol. Sci., 2013, 14(3): 4885-4911 ( ) DOI: 10.3390/ijms14034885
  • Iwama K., Yamaguchi J. Abiotic stresses. In: Handbook of potato production, improvement and postharvest management/J. Gopal, S.M.P. Khurana (eds.). Food Product Press, NY, 2006: 231-278.
  • Drapal M., Vignolo E.R.F., Rosales R.O.G., Bonierbale M., Mihovilovich E., Fraser P.D. Identification of metabolites associated with water stress responses in Solanum tuberosum L. clones. Phytochemistry, 2017, 135: 24-33 ( ) DOI: 10.1016/j.phytochem.2016.12.003
  • Vasquez-Robinet C., Mane S.P., Ulanov A.V., Watkinson J.I., Stromberg V.K., De Koeyer D., Schafleitner R., Willmot D.B., Bonierbale M., Bohnert H.J., Grene R. Physiological and molecular adaptations to drought in Andean potato genotypes. J. Exp. Bot., 2008, 59(8): 2109-2123 ( ) DOI: 10.1093/jxb/ern073
  • Sprenger H., Erban A., Seddig S., Rudack K., Thalhammer A., Le M.Q., Walther D., Zuther E., Köhl K.I., Kopka J., Hincha D.K. Metabolite and transcript markers for the prediction of potato drought tolerance. Plant Biotechnol. J., 2017 (in press) ( ) DOI: 10.1111/pbi.12840
  • Bündig C., Blume C., Peterhänsel C., Winkelmann T. Changed composition of metabolites in Solanum tuberosum subjected to osmotic stress in vitro: is sorbitol taken up? Plant Cell Tiss. Organ Cult., 2016, 127(1): 195-206 ( ) DOI: 10.1007/s11240-016-1042-1
  • Bündig C., Jozefowicz A.M., Mock H.P., Winkelmann T. Proteomic analysis of two divergently responding potato genotypes (Solanum tuberosum L.) following osmotic stress treatment in vitro. J. Proteomics, 2016, 143: 227-241 ( ) DOI: 10.1016/j.jprot.2016.04.048
  • Schafleitner R., Gaudin A., Gutierrez R., Alvarado C., Bonierbale M. Proline accumulation and real time PCR expression analysis of genes encoding enzymes of proline metabolism in relation to drought tolerance in Andean potato. Acta Physiologiae Plantarum, 2007, 29(1): 19-26 ( ) DOI: 10.1007/s11738-006-0003-4
  • Iwaki T., Guo L., Ryals J.A., Yasuda S., Shimazaki T., Kikuchi A., Watanabe K.N., Kasuga M., Yamaguchi-Shinozaki K., Ogawa T., Ohta D. Metabolic profiling of transgenic potato tubers expressing Arabidopsis dehydration response element-binding protein 1A (DREB1A). J. Agric. Food Chem., 2013, 61(4): 893-900 ( ) DOI: 10.1021/jf304071n
  • Levy D., Veilleux R.E. Adaptation of potato to high temperatures and salinity -a review. Am. J. Potato Res., 2007, 84(6): 487-506 (https://doi.org/10.1007/BF02987885).
  • Van Dam J., Kooman P.L., Struik P.C. Effects of temperature and photoperiod on early growth and final number of tuber in potato (Solanum tuberosum L.). Potato Res., 1996, 39(1): 51-62 ( ) DOI: 10.1007/BF02358206
  • Hijmans R.J. The effect of climate change on global potato production. Am. J. Pot. Res., 2003, 80(4): 271-279 ( ) DOI: 10.1007/BF02855363
  • Hancock R.D., Morris W.L., Ducreux L.J.M., Morris J.A., Usman M., Verrall S.R., Fuller J., Simpson C.G., Zhang R., Hedley P.E., Taylor M.A. Physiological, biochemical and molecular responses of the potato (Solanum tuberosum L.) plant to moderately elevated temperature. Plant Cell Environ., 2014, 37(2): 439-450 ( ) DOI: 10.1111/pce.12168
  • Abdelrahman M., Burrittc D.J., Tran L.-S.P. The use of metabolomic quantitative trait locus mapping and osmotic adjustment traits for the improvement of crop yields under environmental stresses. Semin. Cell Dev. Biol., 2017, Jun 28, pii: S1084-9521(16)30394-9 (Epub ahead of print) ( ) DOI: 10.1016/j.semcdb.2017.06.020
  • Bethke P.C., Halterman D.A., Jansky S. Are we getting better at using wild potato species in light of new tools? Crop Sci., 2017, 57(3): 1241-1258 ( ) DOI: 10.2135/cropsci2016.10.0889
  • Jansky S.H., Charkowski A.O., Douches D.S., Gusmini G., Richael C., Bethke P.C., Spooner D.M., Novy R.G., De Jong H., De Jong W.S., Bamberg J.B., Thompson A.L., Bizimungu B., Holm D.G., Brown C.R., Haynes K.G., Sathuvalli V.R., Veilleux R.E., Miller J.C. Jr., Brad-een J.M., Jiang J. Reinventing potato as a diploid inbred line-based crop. Crop Sci., 2016, 56(4): 1412-1422 ( ) DOI: 10.2135/cropsci2015.12.0740
  • Анисимова И.Н., Гавриленко Т.А. Цитоплазматическая мужская стерильность и перспективы ее использования в селекционно-генетических исследованиях и семеноводстве картофеля. Вавиловский журнал генетики и селекции, 2017, 21(1): 83-95 ( ) DOI: 10.18699/VJ17.226
  • Paupiere M.J., van Heusden A.W., Bovy A.G. The metabolic basis of pollen thermo-tolerance: perspectives for breeding. Metabolites, 2014, 4(4): 889-920 ( ) DOI: 10.3390/metabo4040889
Еще
Статья обзорная