Методы экстракции ДНК из костных образцов крупного рогатого скота, сохраняемых в краниологической коллекции

Автор: Абдельманова А.С., Мишина А.И., Волкова В.В., Чинаров Р.Ю., Сермягин А.А., Доцев А.В., Боронецкая О.И., Петрикеева Л.В., Костюнина О.В., Brem G., Зиновьева Н.А.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: ДНК технологии

Статья в выпуске: 6 т.54, 2019 года.

Бесплатный доступ

Развитие молекулярно-генетических методов дает возможность уточнить происхождение и демографическую историю пород сельскохозяйственных животных. Сохранившиеся в краниологических коллекциях образцы костей и зубов служат источником ДНК для подобных исследований. Работа с историческими образцами осложняется наличием очень малых количеств ДНК, высокой степенью ее деградации и загрязнением образцов ингибиторами ПЦР. Целью настоящей работы было сравнение результативности различных методов экстракции ДНК из исторических черепов крупного рогатого скота, пригодной для проведения молекулярно-генети-ческих исследований. Материалом служили зубы, извлеченные из исторических черепов крупного рогатого скота ярославской и холмогорской пород, хранящихся в краниологической коллекции Музея животноводства им. Е.Ф. Лискуна РГАУ-МСХА им. К.А. Тимирязева. На первом этапе сравнивали различные методы выделения ДНК согласно протоколам к соответствующим коммерческим наборам, модифицируя используемое количества костного материала и условия лизиса: Prep Filer™ BTA Forensic DNA Extraction Kit («Thermo Fisher Scientific, Inc.», США), COrDIS «Экстракт» декальцин (ООО «ГОРДИЗ», Россия), М-сорб-кость (ООО «Синтол», Россия), QIAamp DNA Investigator Kit («Qiagen», США). По результатам предварительных исследований для более детального анализа отобрали QIAamp DNA Investigator Kit («Qiagen», США), в котором реализована технология выделения на колонках с силикагелевой мембраной, и Prep Filer™ BTA Forensic DNA Extraction Kit («Thermo Fisher Scientific, Inc.», США), основанный на использовании магнитных частиц. Количественные и качественные характеристики полученной ДНК оценивали измерением концентрации двухцепочечной ДНК на флуориметре Qubit™ («Invitrogen, Life Technologies», США) и по соотношению поглощения при l = 260 нм и l = 280 нм на приборе NanoDrop 8000 («Thermo Fisher Scientific, Inc.», США). Пригодность полученных препаратов ДНК для молекулярно-генетических исследований оценивали на основании мультиплексного анализа 11 микросателлитных локусов (TGLA227, BM2113, TGLA53, ETH10, SPS115, TGLA122, INRA23, TGLA126, BM1818, ETH225, BM1824), а также полногеномного генотипирования на ДНК-чипах высокой плотности, содержащих более 777 тыс. SNP (single nucleotide polymorphism) (Bovine HD BeadChip, «Illumina Inc.», США). Концентрации двухцепочечной ДНК, полученной с использованием наборов QIAamp DNA Investigator Kit и Prep Filer™ BTA Forensic DNA Extraction Kit, варьировали соответственно от 0,146 до 2,060 нг/мкл и от 0,110 до 13,600 нг/мкл, составив в среднем 0,83±0,23 и 2,75±1,33 нг/мкл. Коэффициент корреляции ( r ) между концентрацией двухцепочечной ДНК в препаратах, полученных двумя разными методами, составил 0,84. Анализ микросателлитов в образцах ДНК 10 исторических черепов скота холмогорской и ярославской пород показал, что каждый из образцов несет свой уникальный генотип, отличающий его от других исторических и современных особей. Результативность SNP-генотипирования исторических образцов составила 0,533-0,878 и 0,958-0,977 для препаратов ДНК, полученных с использованием соответственно QIAamp DNA Investigator Kit и Prep Filer™ BTA Forensic DNA Extraction Kit. Результаты анализа микросателлитов и генотипирования SNP, с одной стороны, показывают пригодность полученной ДНК для проведения исследований полиморфизмов, с другой - подтверждают соответствие лаборатории, в которой были проведены эти исселдования, критериям аутентичности для работы с древней ДНК. Проведение широкомасштабных исследований исторических образцов с использованием различных типов ДНК маркеров позволит уточнить происхождение и демографическую историю отечественных пород крупного рогатого скота и разработать эффективные программы их сохранения.

Еще

Историческая днк, краниологическая коллекция, выделение днк, микросателлитный анализ, snp-генотипирование, крупный рогатый скот, локальные породы

Короткий адрес: https://sciup.org/142226271

IDR: 142226271   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2019.6.1110rus

Список литературы Методы экстракции ДНК из костных образцов крупного рогатого скота, сохраняемых в краниологической коллекции

  • Zinovieva N.A., Sermyagin A.A., Dotsev A.V., Boronetskaya O.I., Petrikeeva L.V., Abdelmanova A.S., Brem G. Animal genetic resources: developing the research of allele pool of Russian cattle breeds - minireview. Sel'skokhozyaistvennaya Biologiya [Agricultural Biology], 2019, 54(4): 631-641 ( ). DOI: 10.15389/agrobiology.2019.4.631eng
  • Lindahl T. Instability and decay of the primary structure of DNA. Nature, 1993, 362(6422): 709-715 ( ). DOI: 10.1038/362709a0
  • Orlando L., Ginolhac A., Zhang G. et al. Recalibrating Equus evolution using the genome sequence of an early Middle Pleistocene horse. Nature, 2013, 99(7456): 74-78 ( ). DOI: 10.1038/nature12323
  • Pääbo S., Higuchi R.G., Wilson A.C. Ancient DNA and the polymerase chain reaction: the emerging field of molecular archaeology (minireview). The Journal of Biological Chemistry, 1989, 264(17): 9709-9712.
  • Ward R., Stringer C. A molecular handle on the Neanderthals. Nature, 1997, 388: 225-226 ( ). DOI: 10.1038/40746
  • Cooper A., Poinar H.N. Ancient DNA: do it right or not at all. Science, 2000, 289(5482): 1139 ( ).
  • DOI: 10.1126/science.289.5482.1139b
  • Lindahl T. Recovery of antediluvian DNA. Nature, 1993, 365(6448): 700 ( ).
  • DOI: 10.1038/365700a0
  • Handt O., Krings M., Ward R.H., Pääbo S. The retrieval of ancient human DNA sequences. Am. J. Hum. Genet., 1996, 59: 368-376.
  • Cooper A. DNA from museum specimens. In: Ancient DNA /B. Herrmann, S. Hummel (eds.). Springer-Verlag, NY, 1993: 149-165 ( ).
  • DOI: 10.1007/978-1-4612-4318-2_10
  • Greenwood A.D., Capelli C., Possnert G., Pääbo S. Nuclear DNA sequences from late Pleistocene megafauna. Molecular Biology and Evolution, 1999, 16(11): 1466-1473 ( ).
  • DOI: 10.1093/oxfordjournals.molbev.a026058
  • Hagelberg E., Sykes B., Hedges R. Ancient bone DNA amplified. Nature, 1989, 342: 485 ( ).
  • DOI: 10.1038/342485a0
  • Hänni C., Brousseau T., Laudet V., Stehelin D. Isopropanol precipitation removes PCR inhibitors from ancient bone extracts. Nucleic Acids Research, 1995, 23(5): 881-882 ( ).
  • DOI: 10.1093/nar/23.5.881
  • Hansen H.B., Damgaard P.B., Margaryan A., Stenderup J., Lynnerup N., Willerslev E., Allentoft M.E. Comparing ancient DNA preservation in petrous bone and tooth cementum. PLoS ONE, 2017, 12(1): e0170940 ( ).
  • DOI: 10.1371/journal.pone.0170940
  • Höss M., Pääbo S. DNA extraction from Pleistocene bones by a silica-based purification method. Nucleic Acids Research, 1993, 21(16): 3913-3914 ( ).
  • DOI: 10.1093/nar/21.16.3913
  • Kalmár T., Bachrati C.Z., Marcsik A., Raskó I. A simple and efficient method for PCR amplifiable DNA extraction from ancient bones. Nucleic Acids Research, 2000, 28(12): e67 ( ).
  • DOI: 10.1093/nar/28.12.e67
  • Pääbo S. Ancient DNA: extraction, characterization, molecular cloning, and enzymatic amplification. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1989, 86(6): 1939-1943 ( ).
  • DOI: 10.1073/pnas.86.6.1939
  • Hofreiter M., Jaenicke V., Serre D., von Haeseler A., Pääbo S. DNA sequences from multiple amplifications reveal artifacts induced by cytosine deamination in ancient DNA. Nucleic Acids Research, 2001, 29(23): 4793-4799 ( ).
  • DOI: 10.1093/nar/29.23.4793
  • Hansen A.J., Mitchell D.L., Wiuf C., Paniker L., Brand T.B., Binladen J., Gilichinsky D.A., Rønn R., Willerslev E. Crosslinks rather than strand breaks determine access to ancient DNA sequences from frozen sediments. Genetics, 2006, 173(2) 1175-1179 ( ).
  • DOI: 10.1534/genetics.106.057349
  • Rohland N., Hofreiter M. Comparison and optimization of ancient DNA extraction. Biotechniques, 2007, 42(3): 343-352 ( ).
  • DOI: 10.2144/000112383
  • Leonard J.A., Wayne R.K., Cooper A. Population genetics of ice age brown bears. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2000, 97(4): 1651-1654 ( ).
  • DOI: 10.1073/pnas.040453097
  • Hofreiter M., Rabeder G., Jaenicke-Després V., Withalm G., Nagel D., Paunovic M., Jambrĕsić G., Pääbo S. Evidence for reproductive isolation between cave bear populations. Current Biology, 2004, 14(1): 40-43 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.cub.2003.12.035
  • Rohland N., Glocke I., Aximu-Petri A., Meyer M. Extraction of highly degraded DNA from ancient bones, teeth and sediments for high-throughput sequencing. Nat. Protoc., 2018, 13: 2447-2461 ( ).
  • DOI: 10.1038/s41596-018-0050-5
  • Bowtell D.D. Rapid isolation of eukaryotic DNA. Analytical Biochemistry, 1987, 162(2): 463-465 (
  • DOI: 10.1016/0003-2697(87)90421-0)
  • Mohammadi A., Ghorbani Alvanegh A., Khafaei M., Habibi Azarian S., Naderi M., Kiyani E., Miri A., Bahmani H., Ramezani M., Tavallaei M. A new and efficient method for DNA extraction from human skeletal remains usable in DNA typing. Journal of Applied Biotechnology Reports, 2017, 4(2): 609-614.
  • Tolosa J.M., Schjenken J.E., Civiti T.D., Clifton V.L., Smith R. Column-based method to simultaneously extract DNA, RNA, and proteins from the same sample. Biotechniques, 2007, 43(6): 799-804 ( ).
  • DOI: 10.2144/000112594
  • Saiyed Z.M., Bochiwal C., Gorasia H., Telang S.D., Ramchand C.N. Application of magnetic particles (Fe3O4) for isolation of genomic DNA from mammalian cells. Analytical Biochemistry, 2006, 356(2): 306-308 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.ab.2006.06.027
  • Suffys P., Vanderborght P.R., dos Santos P.B., Correa L.A.P., Bravin Y., Kritski A.L. Inhibition of the polymerase chain reaction by sputum samples from tuberculosis patients after processing using a silica-guanidiniumthiocyanate DNA isolation procedure. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 2001, 96(8): 1137-1139 ( ).
  • DOI: 10.1590/s0074-02762001000800019
  • Palomo-Díez S., Martínez-Labarga C., Gomes C., Esparza-Arroyo Á., Rickards O., Arroyo-Pardo E. Comparison of two different DNA extraction methodologies for critical bone or teeth samples. Forensic Science International: Genetics Supplement Series, 2017, 6: Е359-Е361 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.fsigss.2017.09.110
  • Gamba C., Hanghøj K., Gaunitz C., Alfarhan A.H., Alquraishi S.A., Al-Rasheid K.A., Bradley D.G., Orlando L. Comparing the performance of three ancient DNA extraction methods for high-throughput sequencing. Molecular Ecology Resources, 2016, 16(2): 459-469 ( ).
  • DOI: 10.1111/1755-0998.12470
  • Браунер А. Породы сельскохозяйственных животных. Крупный рогатый скот. Одесса, 1922.
  • Боронецкая О.И., Барбосова М.Е., Никифоров А.И., Быкова А.В., Михеенков В.Е., Рабаданова Г.Ш., Петрикеева Л.В., Полуротова А.И., Рукавицина Е.А. Каталог краниологической коллекции академика Е.Ф. Лискуна /Под. ред. В.П. Панова. М., 2012.
  • Robin E.D., Wong R. Mitochondrial DNA molecules and virtual number of mitochondria per cell in mammalian cells. J. Cell. Physiol., 1988, 136(3): 507-513 ( ).
  • DOI: 10.1002/jcp.1041360316
  • Pääbo S., Poinar H., Serre D., Jaenicke-Després V., Hebler J., Rohland N., Kuch M., Krause J., Vigilant L., Hofreiter M. Genetic analyses from ancient DNA. Annual Review of Genetics, 2004, 38: 645-679 ( ).
  • DOI: 10.1146/annurev.genet.37.110801.143214
  • Nei M. Genetic distance between populations. The American Naturalist, 1972, 106(949): 283-292.
  • Langella O. Populations 1.2.32 (02/13/2011): а population genetic software. CNRS UPR9034. 1999. Режим доступа: http://bioinformatics.org/~tryphon/populations/. Без даты.
  • Huson D.H., Bryant D. Application of phylogenetic networks in evolutionary studies. Molecular Biology and Evolution, 2006, 23(2): 254-267 ( ).
  • DOI: 10.1093/molbev/msj030
  • Vanek D., Silerova M., Urbanova V., Saskova L., Dubska J., Beran M., Genomic DNA extraction protocols for bone samples: the comparison of Qiagen and Zymo Research spin columns. Forensic Science International: Genetics Supplement Series, 2011, 3(1): e397-e398 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.fsigss.2011.09.060
  • Scorrano G., Valentini F., Martínez-Labarga C., Rolfo M. F., Fiammenghi A., Lo Vetro D., Martini F., Casoli A., Ferraris G., Palleschi G., Palleschi A., Rickards O. Methodological strategies to assess the degree of bone preservation for ancient DNA studies. Annals of Human Biology, 2014, 42(1): 10-19 ( ).
  • DOI: 10.3109/03014460.2014.954614
  • Zinovieva N.A., Dotsev A.V., Sermyagin A.A., Wimmers K., Reyer H., Sölkner J., Deniskova T.E., Brem G. Study of genetic diversity and population structure of five Russian cattle breeds using whole genome SNP analysis. Agricultural Biology, 2016, 51: 788-800 ( ).
  • DOI: 10.15389/agrobiology.2016.6.788eng
  • Sermyagin A.A., Dotsev A.V., Gladyr E.A., Traspov A.A., Deniskova T.E., Kostyunina O.V., Reyer H., Wimmers K., Barbato M., Paronyan I.A., Plemyashov K.V., Sölkner J., Popov R.G., Brem G., Zinovieva N.A. Whole-genome SNP analysis elucidates the genetic structure of Russian cattle and its relationship with Eurasian taurine breeds. Genet. Sel. Evol., 2018, 50(1): 37 ( ).
  • DOI: 10.1186/s12711-018-0408-8
  • Petren K., Grant P.R., Grant B.R., Clack A.A., Lescano N.V. Multilocus genotypes from Charles Darwin's finches: biodiversity lost since the voyage of the Beagle. Phil. Trans. R. Soc. B, 2010, 365: 1009-1018 ( ).
  • DOI: 10.1098/rstb.2009.0316
  • Allentoft M., Heller R., Holdaway R., Bunce M. Ancient DNA microsatellite analyses of the extinct New Zealand giant moa (Dinornis robustus) identify relatives within a single fossil site. Heredity, 2015, 115: 481-487 ( ).
  • DOI: 10.1038/hdy.2015.48
  • Bourke B.P., Frantz A.C., Lavers C.P., Davison A., Dawson D.A., Burke T.A. Genetic signatures of population change in the British golden eagle (Aquila chrysaetos). Conserv. Genet., 2010, 11(5): 1837-1846 ( ).
  • DOI: 10.1007/s10592-010-0076-x
  • Knapp M, Hofreiter M. Next generation sequencing of ancient DNA: requirements, strategies and perspectives. Genes, 2010, 1(2): 227-243 ( ).
  • DOI: 10.3390/genes1020227
Еще
Статья научная