Негативная гормональная регуляция развития симбиотических клубеньков. Сообщение I. Этилен (обзор)
Автор: Цыганова А.В., Цыганов В.Е.
Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology
Рубрика: Молекулярные и клеточные механизмы симбиоза
Статья в выпуске: 3 т.50, 2015 года.
Бесплатный доступ
Процесс формирования симбиотических клубеньков в результате взаимодействия бобовых растений и ризобий контролируется обоими партнерами. Со стороны растения важная роль принадлежит системе гормональной регуляции, в которую вовлечены все классы фитогормонов, выявленные у растений. Негативная регуляция клубенькообразования имеет большое значение, поскольку формирование симбиотического клубенька является для растения весьма энергозатратным процессом. Более того, при взаимодействии с неэффективным штаммом ризобий возможно формирование клубеньков, в которых не происходит фиксация азота, что не выгодно для растения. В настоящее время имеются данные о вовлечении в негативную регуляцию развития клубеньков четырех фитогормонов: этилена, абсцизовой, жасмоновой и салициловой кислот. В обзоре рассмотрена роль этилена в негативной регуляции клубенькообразования. Этилен негативно контролирует количество формируемых симбиотических клубеньков на различных стадиях их развития. Так, первый негативный эффект этилена проявляется уже на уровне кальциевых осцилляций, вызываемых действием Nod-факторов, продуцируемых ризобиями. В дальнейшем этилен негативно влияет на деформации корневых волосков, стимулируемых Nod-факторами, рост инфекционной нити, а также на развитие клубенькового примордия. У тропического бобового Sesbania rostrata Bremek. & Oberm. этилен подавляет активность клубеньковой меристемы, что приводит к формированию детерминированного типа клубенька (с ограниченной активностью меристемы), в то время как в отсутствие этилена формируются недетерминированные клубеньки (с продолжительной активностью меристемы). В то же время выявлено, что у сои Glycine max (L.) Merr. этилен не участвует в регуляции клубенькообразования. По-видимому, роль этилена нельзя однозначно связывать с типом формируемых клубеньков, так как у других бобовых растений, формирующих, как и соя, детерминированные клубеньки, этилен негативно влияет на число образуемых клубеньков. Предполагается, что синтез этилена в инокулированных корнях запускается Nod-факторами, при этом активируются защитные реакции растений, ведущие к ограничению количества формируемых клубеньков. Гиперклубенькообразующий мутант Medicago truncatula Gaertn. sickle, несущий мутацию в гене MtEIN2 - ключевом компоненте пути сигнальной трансдукции этилена, характеризуется, по данным протеомного анализа, сниженным уровнем активации защитных реакций. Примечательно, что не только растения, но и ризобии могут контролировать уровень этилена в ризосфере, влияя тем самым на количество формируемых клубеньков. Одним из таких механизмов служит синтез некоторыми штаммами ризобий ризобитоксина, имеющего структурное сходство с ингибитором синтеза этилена аминоэтоксивинилглицином (АВГ). Другой механизм распространен более широко среди ризобий и связан с синтезом АЦК-дезаминазы, фермента, расщепляющего предшественник синтеза этилена 1-аминоциклопропан-1-карбоновую кислоту (АЦК). Таким образом, очевидно, что регуляция уровня этилена может иметь важное практическое значение, потенциально позволяя увеличить способность растений к клубенькообразованию. Хотя следует заметить, что число формируемых на растении клубеньков является предметом тонкой регуляции со стороны растения, поскольку образование клубенька сопряжено с большими энергетическими затратами. Более того, нельзя забывать, что этилен стимулирует развитие корневых волосков, поэтому снижение его уровня может повлиять на всасывающую способность корня и привести к дефициту питательных элементов.
Растительно-микробные взаимодействия, бобово-ризобиальный симбиоз, симбиотический клубенек, фитогормоны, этилен, ризобии, защитные реакции, ацк-дезаминаза, ризобитоксин
Короткий адрес: https://sciup.org/142133587
IDR: 142133587 | DOI: 10.15389/agrobiology.2015.3.267rus
Список литературы Негативная гормональная регуляция развития симбиотических клубеньков. Сообщение I. Этилен (обзор)
- Цыганова А.В., Китаева А.Б., Бревин Н.Дж., Цыганов В.Е. Клеточные механизмы развития симбиотических клубеньков у бобовых растений. Сельскохозяйственная биология, 2011, 3: 34-40.
- Цыганова В.A., Цыганов В.Е. Роль поверхностных компонентов ризобий в симбиотических взаимодействиях с бобовыми растениями. Успехи современной биологии, 2012, 132(2): 211-222.
- Oldroyd G.E. Speak, friend, and enter: signalling systems that promote beneficial symbiotic associations in plants. Nature Rev. Microbiol., 2013, 11: 252-263 ( ) DOI: 10.1038/nrmicro2990
- Cooper J.E. Early interactions between legumes and rhizobia: disclosing complexity in a molecular dialogue. J. Appl. Microbiol. 2007, 103: 1355-1365 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-2672.2007.03366.x
- Geurts R., Federova E., Bisseling T. Nod factor signaling genes and their function in the early stages of Rhizobium infecton. Curr. Opin. Plant Biol., 2005, 8: 346-352 ( ) DOI: 10.1016/j.pbi.2005.05.013
- Kouchi H., Imaizumi-Anraku H., Hayashi M., Hakoyama T., Nakagawa T., Umehara Y., Suganuma N., Kawaguchi M. How many peas in a pod? Legume genes responsible for mutualistic symbioses underground. Plant Cell Physiol., 2010, 51: 1381-1397 ( ) DOI: 10.1093/pcp/pcq107
- Борисов А.Ю., Штарк О.Ю., Жуков В.А., Неманкин Т.А. и др. Взаимодействие бобовых с полезными почвенными микроорганизмами: от генов растений к сортам. Сельскохозяйственная биология, 2011, 3: 41-47.
- Timmers A.C.J. The role of the plant cytoskeleton in the interaction between legumes and rhizobia. J. Microsc., 2008, 231: 247-256 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-2818.2008.02040.x
- Gage D.J. Infection and invasion of roots by symbiotic, nitrogen-fixing rhizobia during nodulation of temperate legumes. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2004, 68: 280-300 ( ) DOI: 10.1128/MMBR.68.2.280-300.2004
- Van de Velde W., Zehirov G., Szatmari A., Debreczeny M., Ishihara H., Kevei Z., Farkas A., Mikulass K., Nagy A., Tiricz H., Satiat-Jeunemaître B., Alunni B., Bourge1 M., Kucho K., Abe M., Kereszt A., Maroti G., Uchiumi T., Kondorosi E., Mergaert P. Plant peptides govern terminal differentiation of bacteria in symbiosis. Science, 2010, 327(5969): 1122-1126 ( ) DOI: 10.1126/science.1184057
- Brewin N.J. Plant cell wall remodelling in the Rhizobium-Legume symbiosis. Crit. Rev. Plant Sci., 2004, 23: 293-316 ( ) DOI: 10.1080/07352680490480734
- Udvardi M., Poole P.S. Transport and metabolism in legume-rhizobia symbioses. Ann. Rev. Plant Biol., 2013, 64: 781-805 ( ) DOI: 10.1146/annurev-arplant-050312-120235
- Guinel F.C., Geil R.D. A model for the development of the rhizobial and arbuscular mycorrhizal symbioses in legumes and its use to understand the roles of ethylene in the establishment of these two symbioses. Can. J. Bot., 2002, 80: 695-720 ( ) DOI: 10.1139/B02-066
- Desbrosses G.J., Stougaard J. Root nodulation: a paradigm for how plant-microbe symbiosis influences host developmental pathways. Cell Host Microbe, 2011, 10(4): 348-358 ( ) DOI: 10.1016/j.chom.2011.09.005
- Ryu H., Cho H., Choi D., Hwang I. Plant hormonal regulation of nitrogen-fixing nodule organogenesis. Mol. Cells, 2012, 34(2): 117-126 ( ) DOI: 10.1007/s10059-012-0131-1
- Suzaki T., Ito M., Kawaguchi M. Genetic basis of cytokinin and auxin functions during root nodule development. Front. Plant Sci., 2013, 4: 1-6 ( ) DOI: 10.3389/fpls.2013.00042
- Nagata M., Suzuki A. Effects of phytohormones on nodulation and nitrogen fixation in leguminous plants. In: Advances in biology and ecology of nitrogen fixation/T. Ohyama (ed.). InTech, Rijeka, Croatia, 2014: 111-128 ( ) DOI: 10.5772/57267
- Hayashi S., Gresshoff P.M., Ferguson B.J. Mechanistic action of gibberellins in legume nodulation. J. Integr. Plant Biol., 2014, 56(10): 971-978 ( ) DOI: 10.1111/jipb.12201
- Ferguson B.J., Mathesius U. Phytohormone regulation of legume-rhizobia interactions J. Chem. Ecol., 2014, 40: 770-790 ( ) DOI: 10.1007/s10886-014-0472-7
- Drennan D.S.H., Norton C. The effect of ethrel on nodulation in Pisum sativum L. Plant Soil, 1972, 36: 53-57 ( ) DOI: 10.1007/BF01373456
- Goodlass G., Smith K.A. Effects of ethylene on root extension and nodulation of pea (Pisum sativum L.) and white clover (Trifolium repens L.). Plant Soil, 1979, 51: 387-395 ( ) DOI: 10.1007/BF02197785
- Grobbelaar N., Clarke B., Hough M.C. The nodulation and nitrogen fixation of isolated roots of Phaseolus vulgaris L. III. The effect of carbon dioxide and ethylene. Plant Soil, 1971, Spec. Vol.: 215-221 ( ) DOI: 10.1007/BF02661852
- Peters N.K., Crist-Estes D.K. Nodule formation is stimulated by the ethylene inhibitor aminoethoxyvinylglycine. Plant Physiol., 1989, 91(2): 690-693 ( ) DOI: 10.1104/pp.91.2.690
- Caba J.M., Recalde L., Ligero F. Nitrate-induced ethylene biosynthesis and the control of nodulation in alfalfa. Plant Cell Environ., 1998, 21: 87-93 ( ) DOI: 10.1046/j.1365-3040.1998.00242.x
- Ligero F., Caba J.M., Lluch C., Olivares J. Nitrate inhibition of nodulation can be overcome by the ethylene inhibitor aminoethoxyvinylglycine. Plant Physiol., 1991, 97(3): 1221-1225 ( ) DOI: 10.1104/pp.97.3.1221
- Lee K.H., LaRue T.A. Ethylene as a possible mediator of light-and nitrate-induced inhibition of nodulation of Pisum sativum L. cv. Sparkle. Plant Physiol., 1992, 100(3): 1334-1338 ( ) DOI: 10.1104/pp.100.3.1334
- Lee K.H., LaRue T.A. Exogenous ethylene inhibits nodulation of Pisum sativum L. cv. Sparkle. Plant Physiol., 1992, 100(4): 1759-1763 ( ) DOI: 10.1104/pp.100.4.1759
- Libbenga K.R., Harkes P.A.A. Initial proliferation of cortical cell the formation of root nodules in Pisum sativum L. Planta, 1973, 114: 17-28 ( ) DOI: 10.1007/BF00390281
- Heidstra R., Yang W.C., Yalcin Y., Peck S., Emons A., Kammen A., Bisseling T. Ethylene provides positional information on cortical cell division but is not involved in Nod factor-induced root hair tip growth in Rhizobium-legume interaction. Development, 1997, 124: 1781-1787.
- Oldroyd G.E.D., Engstrom E.M., Long S.R. Ethylene inhibits the Nod factor signal transduction pathway of Medicago truncatula. Plant Cell, 2001, 13: 1835-1849 ( ) DOI: 10.1105/TPC.010193
- Penmetsa R.V., Cook D.R. A legume ethylene-insensitive mutant hyperinfected by its rhizobial symbiont. Science, 1997, 275(5299): 527-530 ( ) DOI: 10.1126/science.275.5299.527
- Fernandez-Lopez M., Goormachtig S., Gao M., D’Haeze W., Van Montagu M., Holsters M. Ethylene-mediated phenotypic plasticity in root nodule development on Sesbania rostrata. PNAS USA, 1998, 95(21): 12724-12728 ( ) DOI: 10.1073/pnas.95.21.12724
- Zaat S.A.J., Van Brussel A.A.N., Tak T., Lugtenberg B.J.J., Kijne J.W. The ethylene-inhibitor aminoethoxyvinylglycine restores normal nodulation by Rhizobium leguminosarum biovar. viciae on Vicia sativa subsp. nigra by suppressing the «thick and short roots» phenotype. Planta, 1989, 177: 141-150 ( ) DOI: 10.1007/BF00392802
- Van Spronsen P.C., Van Brussel A.A.N., Kjine J.W. Nod factors produced by Rhizobium leguminosarum biovar viciae induce ethylene-related changes in root cortical cells of Vicia sativa ssp. nigra. Eur. J. Cell Biol., 1995, 68(4): 463-469.
- Fearn J.C., LaRue T.A. Ethylene inhibitors restore nodulation to sym 5 mutants of Pisum sativum L. cv. Sparkle. Plant Physiol., 1991, 96(1): 239-244 ( ) DOI: 10.1104/pp.96.1.239
- Guinel F.C., Sloetjes L.L. Ethylene is involved in the nodulation phenotype of Pisum sativum R50 (sym16), a pleiotropic mutant that nodulates poorly and has pale green leaves. J. Exp. Bot., 2000, 51(346): 885-894 ( ) DOI: 10.1093/jexbot/51.346.885
- Guinel F.C., LaRue T.A. Light microscopy study of nodulation initiation in Pisum sativum L. cv. Sparkle and its low-nodulating mutant E2 (sym 5). Plant Physiol., 1991, 97(3): 1206-1211 ( ) DOI: 10.1104/pp.97.3.1206
- Markwei C.M., LaRue T.A. Phenotypic characterization of sym21, a gene conditioning shoot-controlled inhibition of nodulation in Pisum sativum cv. Sparkle. Physiol. Plant., 1997, 100(4): 927-932 ( ) DOI: 10.1111/j.1399-3054.1997.tb00019.x
- Lee K.H., LaRue T.A. Pleiotropic effects of sym-17. A mutation in Pisum sativum L. cv. Sparkle causes decreased nodulation, altered root and shoot growth and increased ethylene production. Plant Physiol., 1992, 100(3): 1326-1333 ( ) DOI: 10.1104/pp.100.3.1326
- Penmetsa R.V., Uribe P., Anderson J., Lichtenzveig J., Gish J.-C., Nam Y.W., Engstrom E., Xu K., Sckisel G., Pereira M., Baek J.M., Lopez-Meyer M., Long S.R., Harrison M.J., Singh K.B., Kiss G.B., Cook D.R. The Medicago truncatula ortholog of Arabidopsis EIN2, sickle, is a negative regulator of symbiotic and pathogenic microbial associations. Plant J., 2008, 55: 580-595 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-313X.2008.03531.x
- Prayitno J., Imin N., Rolfe B.G., Mathesius U. Identification of ethylene-mediated protein changes during nodulation in Medicago truncatula using proteome analysis. J. Proteome Res., 2006, 5: 3084-3095 ( ) DOI: 10.1021/pr0602646
- Nukui N., Ezura H., Yuhashi K.I., Yasuta T., Minamisawa K. Effects of ethylene precursor and inhibitors for ethylene biosynthesis and perception on nodulation in Lotus japonicus and Macroptilium atropurpureum. Plant Cell Physiol., 2000, 41(7): 893-897 ( ) DOI: 10.1093/pcp/pcd011
- Schauser L., Roussis A., Stiller J., Stougaard J. A plant regulator controlling development of symbiotic root nodules. Nature, 1999, 402(6758): 191-195 ( ) DOI: 10.1038/46058
- Lohar D., Stiller J., Kam J., Stacey G., Gresshoff P.M. Ethylene insensitivity conferred by a mutated Arabidopsis ethylene receptor gene alters nodulation in transgenic Lotus japonicus. Ann. Bot., 2009, 104(2): 277-285 ( ) DOI: 10.1093/aob/mcp132
- Chan P.K., Biswas B., Gresshoff P.M. Classical ethylene insensitive mutants of the Arabidopsis EIN2 orthologue lack the expected «hypernodulation» response in Lotus japonicus. J. Integr. Plant Biol., 2013, 55: 395-408 ( ) DOI: 10.1111/jipb.12040
- Miyata K., Kawaguchi M., Nakagawa T. Two distinct EIN2 genes cooperatively regulate ethylene signalling in Lotus japonicus. Plant Cell Physiol., 2013, 54(9): 1469-1477 ( ) DOI: 10.1093/pcp/pct095
- Tsyganov V.E., Pavlova Z.B., Kravchenko L.V., Rozov S.M., Borisov A.Y., Lutova L.A., Tikhonovich I.A. New gene Crt (curly roots) controlling pea (Pisum sativum L.) root development. Ann. Bot., 2000, 86(6): 975-981 ( ) DOI: 10.1006/anbo.2000.1266
- Pavlova Z.B., Tsyganov V.E., Kravchenko L., Lutova, L.A. Use of pea (Pisum sativum L.) mutants impaired in nodulation and root formation to study the role of phytohormones in nodule development. Proc. 12th Int. Congr. «Nitrogen fixation: from molecules to crop productivity»/F.O. Pedrosa, M. Hungria, G. Yates, W.E. Newton (eds.). Dordrecht, Boston, London, 2000: 244 ( ) DOI: 10.1007/0-306-47615-0_122
- Tsyganov V.E., Pavlova Z.B., Hlavachka A., Lutova L.A., Baluška F., Volkmann D., Borisov A.Y., Tikhonovich I.A. Mutational analysis of ehtylene functions in pea (Pisum sativum L.) root morphogenesis and nodule development. Book of abstracts of the 5th Eur. Nitrogen Fixation Conference. Norwich, 2002: 10.5.
- Li X., Lei M., Yan Z., Wan Q., Chen A., Sun J., Lou D. The REL3-mediated TAS3 ta-siRNA pathway integrates auxin and ethylene signaling to regulate nodulation in Lotus japonicus. New Phytol., 2014, 201(2): 531-544 ( ) DOI: 10.1111/nph.12550
- Hunter W.J. Ethylene production by root nodules and effect of ethylene on nodulation in Glycine max. Appl. Environ. Microbiol., 1993, 59(6): 1947-1950.
- Suganuma N., Yamauchi H., Yamamoto K. Enhanced production of ethylene by soybean roots after inoculation with Bradyrhizobium japonicum. Plant Sci., 1995, 111: 163-168 ( ) DOI: 10.1016/0168-9452(95)04239-Q
- Schmidt J.S., Harper J.E., Hoffman T.K., Bent A.F. Regulation of soybean nodulation independent of ethylene signaling. Plant Physiol., 1999: 119(3): 951-960 ( ) DOI: 10.1104/pp.119.3.951
- Puiatti M., Sodek L. Ethylene and the inhibition of nodulation and nodule activity by nitrate in soybean. Rev. Bras. Fisiol. Veg., 1999, 11(3): 169-174.
- Tamimi S.M., Timko M.P. Effects of ethylene and inhibitors of ethylene synthesis and action on nodulation in common bean (Phaseolus vulgaris L.). Plant Soil, 2003, 257: 125-131 ( ) DOI: 10.1023/A:1026280517660
- Ma W., Penrose D.M., Glick B.R. Strategies used by rhizobia to lower plant ethylene levels and increase nodulation. Can. J. Microbiol., 2002, 48(11): 947-954 ( ) DOI: 10.1139/w02-100
- Yuhashi K.-I., Ichikawa N., Ezura H., Akao S., Minakawa Y., Nukui N., Yasuta T., Minamisawa K. Rhizobitoxine production by Bradyrhizobium elkanii enhances nodulation and competitiveness on Macroptilium atropurpureum. Appl. Environ. Microbiol., 2000, 66: 2658-2663 ( ) DOI: 10.1128/AEM.66.6.2658-2663.2000
- Duodu S., Bhuvaneswari T.V., Stokkermans T.J.W., Peters N.K. A positive role for rhizobitoxine in Rhizobium-legume symbiosis. Mol. Plant-Microbe Interact., 1999, 12(12): 1082-1089 ( ) DOI: 10.1094/MPMI.1999.12.12.1082
- Ma W., Guinel F.C., Glick B.R. Rhizobium leguminosarum biovar viciae 1-amino-cyclopropane-carboxylate deaminase promotes nodulation of pea plants. Appl. Environ. Microbiol., 2003, 69(8): 4396-4402 ( ) DOI: 10.1128/AEM.69.8.4396-4402.2003
- Safronova V.I., Piluzza G., Zinovkina N.Y., Kimeklis A.K., Belimov A.A., Bullitta S. Relationships between pasture legumes, rhizobacteria and nodule bacteria in heavy metal polluted mine waste of SW Sardinia. Symbiosis, 2012, 58(1-3): 149-159 ( ) DOI: 10.1007/s13199-012-0207-x
- Murset V., Hennecke H., Pessi G. Disparate role of rhizobial ACC deaminase in root-nodule symbioses. Symbiosis, 2012, 57(1): 43-50 ( ) DOI: 10.1007/s13199-012-0177-z