Оценка окислительной модификации белков спермоплазмы жеребцов (Equusferus caballus L.) разного возраст

Автор: Атрощенко М.М., Енгалычева М.Г., Шитикова А.М.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Стресс и продуктивность

Статья в выпуске: 4 т.58, 2023 года.

Бесплатный доступ

Криоконсервация семени жеребцов - современный широко распространенный в коневодстве способ сохранения генетического материала животных. Однако замораживание и последующее оттаивание снижает репродуктивные характеристики сперматозоидов. Одним из факторов, обусловливающих повреждение половых клеток, становится окислительный стресс, в результате которого повреждаются макромолекулы, в том числе протеины. С возрастом степень окислительного стресса нарастает, количество поврежденных белков увеличивается. В настоящей работе впервые установлено статистически значимое повышение содержания продуктов карбонилирования белков у возрастных животных по сравнению с более молодыми (в основном за счет альдегидных производных нейтрального характера). Впервые изучен резервно-адаптацтационный потенциал (РАП) спермоплазмы жеребцов. Обнаружено, что способность противостоять окислительному стрессу у молодых жеребцов достоверно выше, чем у возрастных. Нашей целью стала оценка спонтанной и индуцированной окислительной модификации белков, а также изучение резервно-адаптацтационного потенциала спермоплазмы у жеребцов разного возраста. Исследование проводили в 2020 году на 40 жеребцах ( Equus ferus caballus L.) чистокровной арабской и советской тяжеловозной пород (АО «Терский племенной конный завод № 169», Ставропольский край; Перевозский и Починковский конные заводы, Нижегородская обл.). От каждого жеребца получили по 3 эякулята с интервалом 48 ч. В I группу включили 20 жеребцов в возрасте от 14 лет до 21 года (средний возраст 15,8±1,9 года), во II группу - 20 жеребцов в возрасте от 3 до 5 лет (4,3±0,6 года). В каждом эякуляте определяли объем и концентрацию сперматозоидов в 1 мл спермы. Затем эякулят делили на две части, одну разбавляли лактозо-хелато-цитратно-желточной (ЛХЦЖ) средой в соотношении 1:3 и определяли прогрессивную подвижность (ПП) и выживаемость сперматозоидов при 4 °С. Для оценки выживаемости сперматозоидов при гипотермическом хранении спермы определяли их ПП с интервалом 24 ч вплоть до снижения ПП до 5 %. Сперму замораживали в парах жидкого азота в алюминиевых тубах объемом 18 мл по стандартной технологии ВНИИ коневодства и хранили в жидком азоте при -196 °С. Криоконсервированную сперму оттаивали на водяной бане при 40 °С в течении 90 с, после чего определяли ПП и выживаемость сперматозоидов при 4 °С. Другую часть эякулята центрифугировали при 3500 об/мин в течение 20 мин. После микроскопии супернатанта аликвоты семенной плазмы, свободные от сперматозоидов, замораживали в пробирках типа Эппендорф (2,0 мл) при -18 °С. Для количественной оценки окислительной модификации белков (ОМБ) использовали спектрофотометрический анализ 2,4-динитрофенилгидразонов, образовавшихся при взаимодействии карбонильных производных белков (альдегидов и кетонов) с 2,4-динитрофенилгидразином. Суммарное количество карбонильных производных регистрировали в нативной пробе биологического материала (спонтанная ОМБ) и после in vitro индукции окисления белков биологического материала реакционной смесью, содержащей растворы сульфата железа(II) и перекиси водорода (металл-катализируемая индуцированная ОМБ). Сравнение металл-катализируемой и спонтанной ОМБ позволяло оценить РАП - способность противостоять окислительному стрессу. Спектрофотометрические измерения проводили на 14 длинах волн: для регистрации альдегид-динитрофенилгидразонов нейтрального характера - в диапазоне 260-280 нм, основного характера - 258-264 и 428-520 нм, кетон-динитрофенилгидразонов нейтрального характера - 363-370 нм, основного характера - 430-434 и 524-535 нм. Статистически значимые различия по показателям качества спермы между животными двух возрастных групп установили только по выживаемости сперматозоидов при гипотермическом хранении разбавленной (р оп соответственно 531,7 и 384,3 Еоп/г белка, р оп/г белка, p function show_abstract() { $('#abstract1').hide(); $('#abstract2').show(); $('#abstract_expand').hide(); }

Еще

Жеребцы, сперма, спермоплазма, криоконсервация, окислительный стресс, окислительная модификация белков

Короткий адрес: https://sciup.org/142239843

IDR: 142239843   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2023.4.660rus

Список литературы Оценка окислительной модификации белков спермоплазмы жеребцов (Equusferus caballus L.) разного возраст

  • Bisht S., Faiq M., Tolahunase M., Dada R. Oxidative stress and male infertility. Nature Reviews Urology, 2017, 14(8): 470-485 (doi: 10.1038/nrurol.2017.69).
  • Wyck S., Herrera C., Requena C.E., Bittner L., Hajkova P., Bollwein H., Santoro R. Oxidative stress in sperm affects the epigenetic reprogramming in early embryonic development. Epigenetics & Chromatin, 2018, 11(1): 60 (doi: 10.1186/s13072-018-0224-y).
  • Lone F.A., Naikoo M., Khatun A., Shah R.A., Pampori Z.A., Khan H.M., Ahanger A.A. Idebe-none improves quality of ram sperm by mitigating oxidative stress during cryopreservation. Cryo-biology, 2019, 90: 15-20 (doi: 10.1016/j.cryobiol.2019.09.004).
  • Rodrigues R.B., Uczay M., Brito V.B., Godoy A.C., Moura D.J., Vogel C., Vasconcelos A.C.N., Streit D.P. Jr. Oxidative stress and DNA damage of Zebrafish sperm at different stages of the cryopreservation process. Zebrafish, 2021, 18(2): 97-109 (doi: 10.1089/zeb.2020.1942).
  • Moubasher A.E., Taha E.A., Younis A., Fakhry M.E., Morsy H. Testicular tissue oxidative stress in azoospermic patients: Effect of cryopreservation. Andrologia, 2020, 52(11): e13817 (doi: 10.1111/and.13817).
  • Barati E., Nikzad H., Karimian M. Oxidative stress and male infertility: current knowledge of pathophysiology and role of antioxidant therapy in disease management. Cellular and Molecular Life Sciences, 2020, 77(1): 93-113 (doi: 10.1007/s00018-019-03253-8).
  • Теплов С.А., Абаленихина Ю.В., Фомина М.А., Матвеева И.В. Изменение спектра погло-щения продуктов окислительной модификации белков печени крыс в условиях дефицита синтеза оксида азота различной выраженности. Наука молодых — Eruditio Juvenium, 2016, 1: 50-54.
  • Hawkins C.L., Davies M.J. Detection, identification, and quantification of oxidative protein modifications. The Journal of Biological Chemistry, 2019, 294(51): 19683-19708 (doi: 10.1074/jbc.REV119.006217).
  • Čolak E. New markers of oxidative damage to macromolecules. Journal of Medicak Biochemiastry, 2008, 27(1): 1-16 (doi: 10.2478/v10011-007-0049-x).
  • Звягина В.И., Шумаев К.Б., Бельских Э.С., Урясьев О.М., Ахмедова С.Р., Марся-нова Ю.А., Шитикова А.М., Сучкова О.Н. Протективные эффекты L-аргинина на мито-хондрии эпидидимиса крыс при гипергомоцистеинемии, вызванной длительной метиони-новой нагрузкой. Российский медико-биологический вестник имени академика И.П. Павлова, 2022, 30(4): 457-470 (doi: 10.17816/PAVLOVJ109410).
  • Zhang H., Davies K.J.A., Forman H.J. Oxidative stress response and Nrf2 signaling in aging. Free Radical Biology Medicine, 2015, 88(Pt B): 314-336 (doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2015.05.036).
  • Науменков А.И., Романькова Н.К. Лактозо-хелато-цитратно-желточный разбавитель спермы жеребца. В сб.: Теория и практика совершенствования пород лошадей. Научные труды ВНИИК. Дивово, 1971, XXV: 128-132.
  • Фомина М.А., Абаленихина Ю.В., Фомина Н.В., Терентьев А.А. Способ комплексной оценки содержания продуктов окислительной модификации белков в тканях и биологических жидкостях. Патент 2524667 РФ. МПК G01N 33/52. Заявл. 21.01.13. Опубл. 27.07.14.
  • Castro R., Morales P., Parraguez V.H. Post-thawing sperm quality in Chilean purebred stallions: effect of age and seasonality. Journal of Equine Veterinary Science, 2020, 92: 03170 (doi: 10.1016/j.jevs.2020.103170).
  • Greiser T., Sieme H., Martinsson G., Distl O. Breed and stallion effects on frozen-thawed semen in warmblood, light and quarter horses. Theriogenology, 2020, 142: 8-14 (doi: 10.1016/j.theri-ogenology.2019.09.033).
  • Moskovtsev S., Willis J., White J., Mullen B. Sperm survival: relationship to age-related sperm DNA integrity in infertile men. Archives of Andrology, 2009, 53(1): 9-32 (doi: 10.1080/01485010600908330).
  • Kang W., Harada Y., Yamatoya K., Kawano N., Kanai S., Miyamoto Y., Nakamura A., Miyado M., Hayashi Y., Kuroki Y., Saito H., Iwao Y., Umezawa A., Miyado K. Extra-mito-chondrial citrate synthase initiates calcium oscillation and suppresses age-dependent sperm dys-function. Laboratory Investigation, 2020, 100(4): 583-595 (doi: 10.1038/s41374-019-0353-3).
  • Анбаза Ю.В. Факторы, влияющие на качественные и количественные показатели натив-ной спермопродукции быков ОАО «Красноярскагроплем». Вестник КрасГЛУ, 2018, 2: 286-292.
  • Luo Q.X., Liao Y.B., Huang C.P., Guo J.H., Liang X.D. Correlation of sperm DNA fragmentation index with age and semen parameters and its influence on the outcomes of IVF-ET. Zhonghua Nan Ke Xue (National Journal of Andrology), 2020, 26(8): 708-712.
  • Atroshchenko M.M., Arkhangelskaya E., Isaev D.A., Stavitsky S.B., Zaitsev A.M., Kalaschni-kov V.V., Leonov S., Osipov A.N. Reproductive characteristics of thawed stallion sperm. Animals, 2019, 9(12): 1099 (doi: 10.3390/ani9121099).
  • Piomboni P., Stendardi A., Gambera L., Tatone C., Coppola L., De Leo V., Focarelli R. Protein modification as oxidative stress marker in normal and pathological human seminal plasma. Redox Report, 2012, 17(5): 227-232 (doi: 10.1179/1351000212Y.0000000014).
  • Agarwal A., Durairajanayagam D., Halabi J., Peng J, Vazquez-Levin M. Proteomics, oxidative stress and male infertility. Reproduction Biomed Online, 2014, 29(1): 32-58 (doi: 10.1016/j.rbmo.2014.02.013).
  • Caruso Bavisotto C., Alberti G., Vitale A.M., Paladino L., Campanella C., Rappa F., Gorska M., Conway de Macario E., Cappello F., Macario A.J.L., Marino Gammazza A. Hsp60 post-trans-lational modifications: functional and pathological consequences. Frontiers in Molecular Biosci-ence, 2020, 7: 95 (doi: 10.3389/fmolb.2020.00095).
  • Angrimani D., Nagai K.K., Rui B.R., Bicudo L.C., Losano J., Brito M.M., Francischini M., Nichi M. Spermatic and oxidative profile of domestic cat (Felis catus) epididymal sperm subjected to different cooling times (24, 48 and 72 hours). Reproduction in Domestic Animals, 2018, 53(1): 163-170 (doi: 10.1111/rda.13086).
  • Cai Z., Yan L.J. Protein oxidative modifications: beneficial roles in disease and health. Journal of Biochemical and Pharmacological Research, 2013, 1(1): 15-26.
  • Gaikwad A.S., Hu J., Chapple D.G., O'Bryan M.K. The functions of CAP superfamily proteins in mammalian fertility and disease. Human Reproduction Update, 2020, 26(5): 689-723 (doi: 10.1093/humupd/dmaa016).
  • Hu J., Merriner D.J., O'Connor A.E., Houston B.J., Furic L., Hedger M.P., O'Bryan M.K. Epi-didymal cysteine-rich secretory proteins are required for epididymal sperm maturation and optimal sperm function. Molecular Human Reproduction, 2018, 24(3): 111-122 (doi: 10.1093/molehr/gay001).
  • Cohen D.J., Busso D., Da Ros V., Ellerman D.A., Maldera J.A., Goldweic N., Cuasnicu P.S. Participation of cysteine-rich secretory proteins (CRISP) in mammalian sperm-egg interaction. Int. J. Dev. Biol., 2008, 52(5-6): 737-742 (doi: 10.1387/ijdb.072538dc).
  • Залесская Т.И., Авер И.И., Мандрик К.А. Перекисное окисление белков плазмы крови у больных глаукомой. Журнал ГрГМУ, 2007, 3: 66-68.
Еще
Статья научная