Особенности экспрессии генов микробного сообщества рубца коров в период сухостоя и лактации

Особенности экспрессии генов микробного сообщества рубца коров в период сухостоя и лактации

Автор: Лаптев Г.Ю., Филиппова В.А., Корочкина Е.А., Ильина Л.А., Йылдырым Е.А., Дубровин А.В., Дуняшев Т.П., Пономарева Е.С., Сметанникова Т.С., Скляров С.П.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Структура генома, геномные технологии

Статья в выпуске: 2 т.57, 2022 года.

Бесплатный доступ

Качество и количество корма, потребляемого лактирующими и сухостойными коровами, сильно различаются. Сухостойные коровы обычно получают рацион с высоким содержанием грубых кормов и низким содержанием комбикорма, что приводит к замедлению скорости ферментации в рубце. Сразу после отела коров кормят рационами с низким содержанием грубой клетчатки и высоким - комбикорма, для которых обычно характерна высокая скорость брожения вследствие большого содержания таких легкоусвояемых полисахаридов, как крахмал. В настоящей работе впервые установили, что повышение доли крахмала в рационе дойных коров приводит к изменениям в экспрессии ряда генов микроорганизмами рубца, в особенности гена L-лактатдегидрогеназы. Нашей целью был анализ экспрессии генов, участвующих в ключевых реакциях метаболизма рубца, в зависимости от физиологического периода и содержания грубой клетчатки в рационе животного. Образцы отбирали в 2020 году в АО «Агрофирма Дмитрова Гора» (Тверская обл.) от 15 коров ( Bos taurus ) молочного направления черно-пестрой голштинизированной породы 2-3-й лактации. Животные находились в одинаковых условиях на привязном содержании. Для эксперимента отобрали шесть коров, из которых сформировали две группы ( n = 3): I группа - сухостойные животных (в среднем за 30 сут до отела), II группа - животных в период лактации (208-е сут лактации). Пробы химуса (30-50 г от каждой коровы) отбирали из верхней части вентрального мешка рубца вручную стерильным зондом. Тотальную ДНК из исследуемых образцов выделяли с использованием набора Genomic DNA Purification Kit («Fermentas, Inc.», Литва). Бактериальное сообщество рубца изучали методом NGS-секвенирования на платформе MiSeq («Illiumina, Inc.», США) с применением праймеров для V3-V4 региона 16S рРНК. Биоинформатический анализ данных выполняли с использованием программного обеспечения Qiime2 ver. 2020.8 (https://docs.qiime2.org/2020.8/). Для анализа таксономии использовали справочную базу данных Silva 138 (https://www.arbsilva.de/docu-mentation/release-138/). Тотальную РНК из образцов рубцового содержимого выделяли с помощью набора Aurum Total RNA («Bio-Rad», США). На матрице РНК получали кДНК (набор iScript RT Supermix, «Bio-Rad», США). Относительную экспрессию генов бактерий анализировали при помощи количественной ПЦР, которую проводили на детектирующем амплификаторе ДТ Lite-4 624 (ООО «НПО ДНК-Технология», Россия). Показано, что изменение рациона коров, связанное с повышением доли крахмала, способствовало снижению доли целлюлозолитических бактерий семейств Ruminococcaceae и Lachnospiraceae и повышению численности бактерий сем. Prevotellaceae , связанных с разложением крахмала. Также были показаны изменения в экспрессии бактериальных генов в зависимости от рациона. Так, экспрессия гена L-лактатдегидрогеназы увеличивалась в группе лактирующих коров (р £ 0,05), получающих рацион с большим содержанием крахмала. Это, вероятно, связано с большим содержанием лактата в рубце коров, потребляющих высокие концентрации легкоусвояемых углеводов и с формированием адаптивных механизмов в микробном сообществе рубца. Также у лактирующих коров отмечали увеличение экспрессии гена фосфофруктокиназы (р £ 0,05) - одного из регулирующих ферментов гликолиза. Улучшение доступности моносахаридов из комбикормов способствует интенсификации процесса гликолиза рубцовыми микроорганизмами. В связи с этим ген Ldh-L можно рассматривать как кандидат в биомаркеры, которые способны дать представление об активности процессов синтеза молочной кислоты и, как следствие, о снижении pH в рубце коров.

Еще

Рубец, экспрессия генов, l-лактатдегидрогеназа, фосфофруктокиназа, микроорганизмы, физиологический период, крупный рогатый скот

Короткий адрес: https://sciup.org/142235673

IDR: 142235673   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2022.2.304rus

Список литературы Особенности экспрессии генов микробного сообщества рубца коров в период сухостоя и лактации

  • Sammad A., Khan M.Z., Abbas Z., Hu L., Ullah Q., Wang Y., Zhu H., Wang Y. Major nutritional metabolic alterations influencing the reproductive system of postpartum dairy cows. Metabolites, 2022, 12(1): 60 (doi: 10.3390/metabo12010060).
  • Dieho K., Dijkstra J., Schonewille J.T., Bannink A. Changes in ruminal volatile fatty acid production and absorption rate during the dry period and early lactation as affected by rate of increase of concentrate allowance. Journal of Dairy Science, 2016, 99(7): 5370-5384 (doi: 10.3168/jds.2015-10819).
  • Offner А., Bach А., Sauvant D. Quantitative review of in situ starch degradation in the rumen. Animal Feed Science and Technology, 2003, 106(1-4): 81-93 (doi: 10.1016/S0377-8401(03)00038-5).
  • Fernando S.C., Purvis H.T. II, Najar F.Z., Sukharnikov L.O., Krehbiel C.R., Nagaraja T.G., Roe B.A., DeSilva U. Rumen microbial population dynamics during adaptation to a high grain diet. Applied and Environmental Microbiology, 2010, 76(22): 7482-7490 (doi: 10.1128/AEM.00388-10).
  • Penner G.B., Beauchemin K.A., Mutsvangwa T. Severity of ruminal acidosis in primiparous Holstein cows during the periparturient period. Journal of Dairy Science, 2007, 90(1): 365-375 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(07)72638-3).
  • Brown M.S., Krehbiel C.R., Galyean M.L., Remmenga M.D., Peters J.P., Hibbard B., Robinson J., Moseley W.M. Evaluation of models of acute and subacute acidosis on dry matter intake, ruminal fermentation, blood chemistry, and endocrine profiles of beef steers. Journal of Animal Science, 2000, 78(12): 3155-3168 (doi: 10.2527/2000.78123155x).
  • Bevans D.W., Beauchemin K.A., Schwartzkopf-Genswein K.S., McKinnon J.J., McAllister T.A. Effect of rapid or gradual grain adaptation on subacute acidosis and feed intake by feedlot cattle. Journal of Animal Science, 2005, 83(5): 1116-1132 (doi: 10.2527/2005.8351116x).
  • Górka P., Kowalski Z.M., Pietrzak P., Kotunia A., Jagusiak W., Holst J.J., Guilloteau P., Zabielski R. Effect of method of delivery of sodium butyrate on rumen development in newborn calves. Journal of Dairy Science, 2011, 94(11): 5578-5588 (doi: 10.3168/jds.2011-4166).
  • Reynolds C.K., Dürst B., Lupoli B., Humphries D.J., Beever D.E. Visceral tissue mass and rumen volume in dairy cows during the transition from late gestation to early lactation. Journal of Dairy Science, 2004, 87(4): 961-971 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(04)73240-3).
  • Bannink A., Gerrits W.J.J., France J., Dijkstra J. Variation in rumen fermentation and the rumen wall during the transition period in dairy cows. Animal Feed Science and Technology, 2012, 172(1-2): 80-94 (doi: 10.1016/j.anifeedsci.2011.12.010).
  • Schroeder J.W. Feeding and managing the transition dairy cow. NDSU Extension Service. North Dakota State University, Fargo, North Dakota, 2001.
  • Jolicoeur M.S., Brito A.F., Santschi D.E., Pellerin D., Lefebre D., Berthiaume R., Girard C.L. Short dry period management improves peripartum ruminal adaptation in dairy cows. Journal of Dairy Science, 2014, 97(12): 7655-7667 (doi: 10.3168/jds.2014-8590).
  • Pitta D.W., Kumar S., Vecchiarelli B., Shirley D.J., Bittinger K., Baker L.D., Ferguson J.D., Thomsen N. Temporal dynamics in the ruminal microbiome of dairy cows during the transition period. Journal of Animal Science, 2014, 92(9): 4014-4022 (doi: 10.2527/jas.2014-7621).
  • Bach A., López-García A., Gonzaliez-Recio O., Elcoso G., Fàbregas F., Chaucheyras-Durand F., Castex M. Changes in the rumen and colon microbiota and effects of live yeast dietary supplementation during the transition from the dry period to lactation of dairy cows. Journal of Dairy Science, 2019, 102(7): 6180-6198 (doi: 10.3168/jds.2018-16105).
  • Steele M.A., Croom J., Kahler M., Al Zahal O., Hook S.E., Plaizier K., McBride B.W. Bovine rumen epithelium undergoes rapid structural adaptations during grain-induced subacute ruminal acidosis. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology, 2011, 300(6): R1515-R1523 (doi: 10.1152/ajpregu.00120.2010).
  • Kalckar H.M. Differential spectrophotometry of purine compounds by means of specific enzymes; studies of the enzymes of purine metabolism. Journal of Biological Chemistry, 1947, 167(2): 461-475.
  • Fujihara T., Shem M.N. Metabolism ofmicrobial nitrogen in ruminants with special reference to nucleic acids. Journal of Animal Science, 2011, 82(2): 198-208 (doi: 10.1111/j.1740-0929.2010.00871.x).
  • Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2−ΔΔCT method. Methods, 2001, 25(4): 402-408 (doi: 10.1006/meth.2001.1262).
  • Fernando S.C. Meta-functional genomics of the bovine rumen. Oklahoma State University, 2008.
  • Zhang X., Zhang S., Shi Y., Shen F., Wang H. A new high phenyl lactic acid-yielding Lactobacillus plantarum IMAU10124 and a comparative analysis of lactate dehydrogenase gene. FEMS Microbiology Letters, 2014, 356(1): 89-96 (doi: 10.1111/1574-6968.12483).
  • Huang Y., You C., Liu Z. Cloning of D-lactate dehydrogenase genes of Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus and their roles in d-lactic acid production. 3 Biotech, 2017, 7(3): 194 (doi: 10.1007/s13205-017-0822-6).
  • Wen S., Chen X., Xu F., Sun H. Validation of reference genes for real-time quantitative PCR (qPCR) analysis of Avibacterium paragallinarum. PLoS ONE, 2016, 11(12): e0167736 (doi: 10.1371/journal.pone.0167736).
  • Henderson G., Cox F., Ganesh S., Jonker A., Young W., Global Rumen Census Collaborators, Janssen P.H. Rumen microbial community composition varies with diet and host, but a core microbiome is found across a wide geographical range. Scientific Reports, 2015, 5: 14567 (doi: 10.1038/srep14567).
  • Sheida E.V., Lebedev S.V., Ryazanov V.A., Miroshnikov S.A., Rakhmatullin Sh.G., Duskaev G.K. Changes in the taxonomic composition of the rumen microbiome during the dietary supplements administration. IOP Conference Series: Earth and Environmental Science, 2021, 848(1): 012058 (doi: 10.1088/1755-1315/848/1/012058).
  • Xie X., Yang C., Guan Le L., Wang J., Xue M., Liu J.X. Persistence of cellulolytic bacteria Fibrobacter and Treponema after short-term corn stover-based dietary intervention reveals the potential to improve rumen fibrolytic function. Frontiers in Microbiology, 2018, 9: 1363 (doi: 10.3389/fmicb.2018.01363).
  • Abbas W., Howard J.T., Paz H.A., Hales K.E., Wells J.E., Kuehn L.A., Erickson G.E., Spangler M.L., Fernando S.C. Influence of host genetics in shaping the rumen bacterial community in beef cattle. Scientific Reports, 2020, 10(1): 15101 (doi: 10.1038/s41598-020-72011-9).
  • Rukkwamsuk T., Kruip T.A., Meijer G.A., Wensing T. Hepatic fatty acid composition in periparturient dairy cows with fatty liver induced by intake of a high energy diet in the dry period. American Dairy Science Association, 1999, 82(2): 280-287 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(99)75234-3).
  • Le Bras G., Deville-Bonne D., Garel J.R. Purification and properties of the phosphofructokinase from Lactobacillus bulgaricus. A non-allosteric analog of the enzyme from Escherichia coli. European journal of biochemistry, 1991, 198(3): 683-687 (doi: 10.1111/j.1432-1033.1991.tb16067.x).
  • Ronimus R.S., Morgan H.W. Distribution and phylogenies of enzymes of the Embden-Meyerhof-Parnas pathway from archaea and hyperthermophilic bacteria support a gluconeogenic origin of metabolism. Archaea, 2003, 1: 199-221 (doi: 10.1155/2003/162593).
  • Puckett S., Trujillo C., Eoh H., Marrero J., Spencer J., Jackson M., Schnappinger D., Rhee K., Ehrt S. Inactivation of fructose-1,6-bisphosphate aldolase prevents optimal cocatabolism of glycolytic and gluconeogenic carbon substrates in Mycobacterium tuberculosis. PLoS Pathogens, 2014, 10(5): e1004144 (doi: 10.1371/journal.ppat.1004144).
  • Brissac T., Ziveri J., Ramond E., Tros F., Kock S., Dupuis M., Brillet M., Barel M., Peyriga L., Cahoreau E., Charbit A. Gluconeogenesis, an essential metabolic pathway for pathogenic Francisella. Molecular Microbiology, 2015, 98(3): 518-534 (doi: 10.1111/mmi.13139).
  • Huang Y., You C., Liu Z. Cloning of D-lactate dehydrogenase genes of Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus and their roles in D-lactic acid production. Biotechnology, 2017, 7(3): 194 (doi: 10.1007/s13205-017-0822-6).
  • Hernández J., Benedito J.L., Abuelo A., Castillo C. Ruminal acidosis in feedlot: from aetiology to prevention. The Scientific World Journal, 2014, 2014: 702572 (doi: 10.1155/2014/702572).
  • Bell A. Regulation of organic nutrient metabolism during transition from late pregnancy to early lactation. Journal of Animal Science, 1995, 73(9): 2804-2819 (doi: 10.2527/1995.7392804x).
  • Galushko A.S., Schink B. Oxidation of acetate through reactions of the citric acid cycle by Geobacter sulfurreducens in pure culture and in syntrophic coculture. Archives of Microbiology, 2000, 174(5): 314-332 (doi: 10.1007/s002030000208).
  • Takahashi-Iñiguez T., García-Hernandez E., Arreguín-Espinosa R., Flores M.E. Role of vitamin B12 on methylmalonyl-CoA mutase activity. Journal of Zhejiang University Science B, 2012, 13(6): 423-437 (doi: 10.1631/jzus.B1100329).
  • Stine Z.E., Altman B.J., Hsieh A.L., Gouw A.M., Dang C.V. Deregulation of the cellular energetics of cancer cells. In: Pathobiology of human disease. /L.M. McManus, R.N. Mitchell (eds.). Academic Press, San Diego, CA, USA, 2014: 444-455 (doi: 10.1016/B978-0-12-386456-7.01912-2).
  • Fujihara T., Shem M.N. Metabolism of microbial nitrogen in ruminants with special reference to nucleic acids. Journal of Animal Science, 2011, 82(2): 198-208 (doi: 10.1111/j.1740-0929.2010.00871.x).
  • Fukuda S., Furuya H., Suzuki Y., Asanuma N., Hino T. A new strain of Butyrivibrio fibrisolvens that has high ability to isomerize linoleic acid to conjugated linoleic acid. Journal of Applied Microbiology, 2005, 51(2): 105-113 (doi: 10.2323/jgam.51.105).
  • Harfoot C.G., Hazlewood G.P. Lipid metabolism in the rumen. In: The rumen microbial ecosystem. 2nd ed. /P.N Hobson, C.S. Stewart (eds.). Springer, Dordrecht, 1997: 382-426 (doi: 10.1007/978-94-009-1453-7_9).
  • Houseknecht K.L., Heuvel J.P.V., Moya-Camarena S.Y., Portocarrero C.P., Peck L.W., Nickel K.P., Belury M.A. Dietary conjugated linoleic acid normalizes impaired glucose tolerance in the Zucker diabetic fattyfa/farat. Biochemical and Biophysical Research Communications, 1998, 244(3): 678-682 (doi: 10.1006/bbrc.1998.8303).
  • Rainio A., Vahvaselka M., Suomalainen T., Laakso S. Reduction of linoleic acid inhibition in production of conjugated linoleic acid by Propionibacterium fredenreichii ssp. shermanii. Canadian Journal of Microbiology, 2001, 47(8): 735-740 (doi: 10.1139/W01-073).
Еще
Статья научная
SciUp 2024 © 2024 ©