Поиск следов селекции в геномах домашних коз (Capra hircus L.), разводимых в России, с помощью идентификации островков гомозиготности

Поиск следов селекции в геномах домашних коз (Capra hircus L.), разводимых в России, с помощью идентификации островков гомозиготности

Автор: Денискова Т.Е., Доцев А.В., Селионова М.И., Айбазов А.М.М., Зиновьева Н.А.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Геномика, генофонд, репродуктивные биотехнологии: к 95-летию Федерального исследовательского центра животноводства - ВИЖ имени академика Л.К. Эрнста

Статья в выпуске: 4 т.59, 2024 года.

Бесплатный доступ

Геномы современных популяций сельскохозяйственных животных формировались под влиянием длительной селекции, следы которой можно детектировать с помощью биоинформатических подходов. Так, для анализа инбридинга в популяциях сельскохозяйственных животных используют сегменты гомозиготности (runs of homozygosity, ROH). Более того, ROH подходят для выявления признаков отбора через островки ROH. Распределение сегментов гомозиготности в геномах групп коз, разводимых на территории России, было изучено нами ранее, однако информация о признаках отбора в геноме этих групп коз до сих пор отсутствует. В настоящей работе впервые проведен поиск следов селекции в геномах пород и популяций коз, разводимых в России. Идентифицированы гены, локализованные в островках ROH на CHI12, CHI18, CHI25. Среди генов выявлены функциональные кандидаты, ассоциированные с шерстной (IFT88, CUX1) и молочной (LATS2) продуктивностью, регулирующие метаболизм (LCAT, PLA2G15, SMPD3), рост (SLC12A4, SH2B2) , репродуктивные (MRPL57, MICU2, SAP18) и иммунно-адаптивные функции (DDX28, IL17D) . Цель исследования - выявить геномные регионы, находящиеся под давлением селекции в российских популяциях коз, используя поиск островков ROH. Выборка коз (Capra hircus L.) включала следующие породы: алтайскую белую пуховую (n = 20), горноалтайскую пуховую (n = 33), дагестанскую пуховую (n = 34), дагестанскую шерстную (n = 20), оренбургскую (n = 32) и советскую шерстную (n = 29), а также популяцию местных карачаевских коз (n = 36). Геномные исследования популяций зааненской породы, разводимой в России, были проведены нами ранее, поэтому в представляемой работе SNP-профили зааненской породы (n = 33) были использованы как группа сравнения. ДНК выделяли из ушных выщипов с помощью набора ДНК-Экстран-2 (ООО «НПФ Синтол», Россия). SNP-профили были сгенерированы с использованием ДНК-чипа Illumina Goat SNP50 BeadChip («Illumina, Inc.», США) в рамках нашего предыдущего исследования. Работу проводили на базе ЦКП «Биоресурсы и биоинженерия сельскохозяйственных животных» ФГБНУ ФИЦ ВИЖ им. академика Л.К. Эрнста в 2021-2024 годах. Индивидуальная генетическая сеть была построена по принципу ближайшего соседа (Neighbor Net) в программе SplitsTree 4.14.5. Для поиска ROH в геноме исследуемых коз использовали метод последовательных прогонов, реализованный в пакете R «detectRUNS». В качестве индикаторов островков ROH были отобраны перекрывающиеся сегменты с минимальной длиной ROH в 0,3 Мb, которые встречались у более чем 50 % особей внутри своей группы. Поиск генов-кандидатов, локализованных внутри островков ROH, осуществляли с помощью онлайн-инструмента Genome Data Viewer (NCBI) по сборке генома домашних коз CHIR_1.0 (GCF_000317765.1). Генная онтология была проанализирована с использованием онлайн-ресурса DAVID (Database for Annotation, Visualization and Integrated Discovery). Островки ROH были обнаружены на 12-й хромосоме (CHI12) у горноалтайской, советской шерстной и дагестанской пуховой пород, а также на CHI18 и CHI25 у горноалтайской и алтайской белой пуховой пород. Во всех островках ROH были идентифицированы и аннотированы гены. Островок ROH на CHI12 включал 13 общих для четырех пород генов, среди которых наиболее значимыми были LATS2 (активация лактогенеза и потенциальное влияние на репродукцию), IL17D (функция иммунитета), IFT88 (ассоциация с тониной кашемировых волокон), MRPL57 (регуляция фолликулярной фазы эстрального цикла), MICU2 и SAP18 (развитие яичников и эмбрионов, спермиогенез). Внутри островка ROH на CHI18 были локализованы 16 генов, регулирующих липидный метаболизм (LCAT, PLA2G15 и SMPD3), вовлеченных в формирование реакции на гипоксию (DDX28) и связанных с развитием мышечных волокон (SLC12A4). Геномный регион на CHI25 включал гены PRKRIP, SH2B2, CUX1 и POLR2J, среди которых наиболее перспективными были CUX1, регулирующий развитие волосяных фолликулов, и SH2B2, ассоциированный с ростом и размерами туловища. Таким образом, наше исследование расширяет понимание геномной архитектуры российских локальных пород и популяций коз.

Еще

Snp, островки roh, гомозиготность, гены-кандидаты, домашние козы, признаки отбора, локальные породы

Короткий адрес: https://sciup.org/142243758

IDR: 142243758   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2024.4.620rus

Список литературы Поиск следов селекции в геномах домашних коз (Capra hircus L.), разводимых в России, с помощью идентификации островков гомозиготности

  • Новопашина С.И., Санников М.Ю., Хататаев С.А., Кузьмина Т.Н., Хмелевская Г.Н., Степанова Н.Г., Тихомиров А.И., Маринченко Т.Е. Состояние и перспективные направления улучшения генетического потенциала мелкого рогатого скота. Научный аналитический обзор. М., 2019.
  • Ежегодник по племенной работе в овцеводстве и козоводстве в хозяйствах Российской Федерации (2022 год) /Под ред. Г.И. Шичкина, Г.Ф. Сафиной, Х.А. Амерханова, В.В. Чернова, Л.Н. Григорян, Г.Н. Хмелевской, А.В. Равичевой, Н.Г. Степанова. М., 2023.
  • Селионова М.И., Трухачев В.И., Айбазов А-М.М., Столповский Ю.А., Зиновьева Н.А. Генетические маркеры в козоводстве (обзор). Сельскохозяйственная биология, 2021, 56(6): 1031-1048 (doi: 10.15389/agrobiology.2021.6.1031rus).
  • Dadousis C., Cecchi F., Ablondi M., Fabbri M.C., Stella A., Bozzi R. Keep Garfagnina alive. An integrated study on patterns of homozygosity, genomic inbreeding, admixture and breed traceability of the Italian Garfagnina goat breed. PLoS ONE, 2021, 16(1): e0232436 (doi: 10.1371/journal.pone.0232436).
  • Gorssen W., Meyermans R., Janssens S., Buys N. A publicly available repository of ROH islands reveals signatures of selection in different livestock and pet species. Genetics, Selection, Evolution, 2021, 53(1): 2 (doi: 10.1186/s12711-020-00599-7).
  • Bertolini F., Cardoso T.F., Marras G., Nicolazzi E.L., Rothschild M.F., Amills M., AdaptMap consortium. Genome-wide patterns of homozygosity provide clues about the population history and adaptation of goats. Genetics, Selection, Evolution, 2018, 50(1): 59 (doi: 10.1186/s12711-018-0424-8).
  • Zinovieva N.A., Dotsev A.V., Sermyagin A.A., Deniskova T.E., Abdelmanova A.S., Kharzinova V.R., Sölkner J., Reyer H., Wimmers K., Brem G. Selection signatures in two oldest Russian native cattle breeds revealed using high-density single nucleotide polymorphism analysis. PLoS ONE, 2020, 15(11): e0242200 (doi: 10.1371/journal.pone.0242200).
  • Addo S., Jung L. An insight into the runs of homozygosity distribution and breed differentiation in Mangalitsa pigs. Frontiers in Genetics, 2022, 13: 909986 (doi: 10.3389/fgene.2022.909986).
  • Mészárosová M., Mészáros G., Moravčíková N., Pavlík I., Margetín M., Kasarda R. Within- and between-breed selection signatures in the original and improved Valachian sheep. Animals, 2022, 12(11): 1346 (doi: 10.3390/ani12111346).
  • Szmatoła T., Gurgul A., Jasielczuk I., Oclon E., Ropka-Molik K., Stefaniuk-Szmukier M., Polak G., Tomczyk-Wrona I., Bugno-Poniewierska M. Assessment and distribution of runs of homozygosity in horse breeds representing different utility types. Animals, 2022, 12(23): 3293 (doi: 10.3390/ani12233293).
  • Ballan M., Schiavo G., Bovo S., Schiavitto M., Negrini R., Frabetti A., Fornasini D., Fontanesi L. Comparative analysis of genomic inbreeding parameters and runs of homozygosity islands in several fancy and meat rabbit breeds. Animal Genetics, 2022, 53(6): 849-862 (doi: 10.1111/age.13264).
  • Fedorova E.S., Dementieva N.V., Shcherbakov Y.S., Stanishevskaya O.I. Identification of key candidate genes in runs of homozygosity of the genome of two chicken breeds, associated with cold adaptation. Biology, 2022, 11(4): 547 (doi: 10.3390/biology11040547).
  • Signer-Hasler H., Henkel J., Bangerter E., Bulut Z., VarGoats Consortium, Drögemüller C., Leeb T., Flury C. Runs of homozygosity in Swiss goats reveal genetic changes associated with domestication and modern selection. Genetics, Selection, Evolution, 2022, 54(1): 6 (doi: 10.1186/s12711-022-00695-w).
  • Sun X., Guo J., Li L., Zhong T., Wang L., Zhan S., Lu J., Wang D., Dai D., Liu G.E., Zhang H. Genetic diversity and selection signatures in Jianchang Black goats revealed by whole-genome sequencing data. Animals, 2022, 12(18): 2365 (doi: 10.3390/ani12182365).
  • Senczuk G., Macrì M., Di Civita M., Mastrangelo S., Del Rosario Fresno M., Capote J., Pilla F., Delgado J.V., Amills M., Martínez A. The demographic history and adaptation of Canarian goat breeds to environmental conditions through the use of genome-wide SNP data. Genetics, Selection, Evolution, 2024, 56(1): 2 (doi: 10.1186/s12711-023-00869-0).
  • Ziegler T.E., Molina A., Ramón M., Sanchez M., Muñoz-Mejías E., Antonini A., Demyda-Peyrás S. Analysis of the genomic landscape of inbreeding in two divergent groups of Spanish Florida goats. Journal of Animal Breeding and Genetics = Zeitschrift fur Tierzuchtung und Zuchtungsbiologie, 2023, 140(3): 316-329 (doi: 10.1111/jbg.12759).
  • Deniskova T.E., Dotsev A.V., Selionova M.I., Reyer H., Sölkner J., Fornara M.S., Aybazov A.M., Wimmers K., Brem G., Zinovieva N.A. SNP-based genotyping provides insight into the west Asian origin of Russian local goats. Frontiers in Genetics, 2021, 12: 708740 (doi: 10.3389/fgene.2021.708740).
  • Денискова Т.Е., Доцев А.В., Форнара М.С., Сермягин А.А., Reyer H., Wimmers К., Brem G., Зиновьева Н.А. Геномная архитектура российской популяции зааненских коз в аспекте генофонда породы из пяти стран мира. Сельскохозяйственная биология, 2020, 55(2): 285-294 (doi: 10.15389/agrobiology.2020.2.285rus).
  • International Goat Genome Consortium (IGGC).GoatGenome2013. Режим доступа: http://www.goatgenome.org. Без даты.
  • Tosser-Klopp G., Bardou P., Bouchez O., Cabau C., Crooijmans R., Dong Y., Donnadieu-Tonon C., Eggen A., Heuven H.C., Jamli S., Jiken A.J., Klopp C., Lawley C.T., McEwan J., Martin P., Moreno C.R., Mulsant P., Nabihoudine I., Pailhoux E., Palhière I., Rupp R., Sarry J., Sayre B.L., Tircazes A., Jun W., Wang W., Zhang W., International Goat Genome Consortium. Design and characterization of a 52K SNP chip for goats. PLoS ONE, 2014, 9(1): e86227 (doi: 10.1371/journal.pone.0086227).
  • Huson D.H., Bryant D. Application of phylogenetic networks in evolutionary studies. Molecular Biology and Evolution, 2006, 23(2): 254-267 (doi: 10.1093/molbev/msj030).
  • Marras G., Gaspa G., Sorbolini S., Dimauro C., Ajmone-Marsan P., Valentini A., Williams J.L., Macciotta N.P. Analysis of runs of homozygosity and their relationship with inbreeding in five cattle breeds farmed in Italy. Animal Genetics, 2015, 46(2): 110-121 (doi: 10.1111/age.12259).
  • detectRUNS: Detect Runs of Homozygosity and Runs of Heterozygosity in Diploid Genomes. Rpackageversion 0.9.5. Режим доступа: https://cran.r-project.org/web/packages/detectRUNS/vignet-tes/detectRUNS.vignette.html. Без даты.
  • Huang D., Sherman B., Lempicki R. Systematic and integrative analysis of large gene lists using DAVID bioinformatics resources. Nature Protocols, 2009, 4(1): 44-57 (doi: 10.1038/nprot.2008.211).
  • Sherman B.T., Hao M., Qiu J., Jiao X., Baseler M.W., Lane H.C., Imamichi T., Chang W. DAVID: a web server for functional enrichment analysis and functional annotation of gene lists (2021 update). Nucleic Acids Research, 2022, 50(W1): W216-W221 (doi: 10.1093/nar/gkac194).
  • Каргачакова Т.Б., Чикалев А.И. Алтайские белые пуховые козы. Овцы, козы, шерстяное дело, 2016, 2: 9-10.
  • Мусалаев Х.Х., Палаганова Г.А., Абдуллабеков Р.А. Совершенствование продуктивных качеств помесных молочных коз. Овцы, козы, шерстяное дело, 2016, 2: 10-11.
  • Мусалаев Х.Х. Результаты скрещивания грубошерстных коз с козлами советской шерстной породы в условиях внутригорного Дагестана. Автореф. канд. дис. Орджоникидзе, 1972.
  • Kim E.S., Elbeltagy A.R., Aboul-Naga A.M., Rischkowsky B., Sayre B., Mwacharo J.M., Rothschild M.F. Multiple genomic signatures of selection in goats and sheep indigenous to a hot arid environment. Heredity, 2016, 116(3): 255-264 (doi: 10.1038/hdy.2015.94).
  • Bertolini F., Servin B., Talenti A., Rochat E., Kim E.S., Oget C., Palhière I., Crisà A., Catillo G., Steri R., Amills M., Colli L., Marras G., Milanesi M., Nicolazzi E, Rosen B.D., Van Tassell C.P., Guldbrandtsen B., Sonstegard T.S., Tosser-Klopp G., Stella A., Rothschild M.F., Joost S., Crepaldi P., AdaptMap consortium. Signatures of selection and environmental adaptation across the goat genome post-domestication. Genetics, Selection, Evolution, 2018, 50(1): 57 (doi: 10.1186/s12711-018-0421-y).
  • Lamartine J., Munhoz Essenfelder G., Kibar Z., Lanneluc I., Callouet E., Laoudj D., Lemaître G., Hand C., Hayflick S.J., Zonana J., Antonarakis S., Radhakrishna U., Kelsell D.P., Christianson A.L., Pitaval A., Der Kaloustian V., Fraser C., Blanchet-Bardon C., Rouleau G.A., Waksman G. Mutations in GJB6 cause hidrotic ectodermal dysplasia. Nature Genetics, 2000, 26(2): 142-144 (doi: 10.1038/79851).
  • Ortolano S., Di Pasquale G., Crispino G., Anselmi F., Mammano F., Chiorini J.A. Coordinated control of connexin 26 and connexin 30 at the regulatory and functional level in the inner ear. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2008, 105(48): 18776-18781 (doi: 10.1073/pnas.0800831105).
  • Денискова Т.Е., Доцев А.В., Зиновьева Н.А. Идентификация генов-кандидатов, ассоциированных с экономически значимыми признаками, на основе анализа островков гомозиготности в геноме пород овец, разводимых в России. ДостижениянаукиитехникиАПК, 2023, 37(9): 80-86.
  • Li Y., Chen Z., Fang Y., Cao C., Zhang Z., Pan Y., Wang Q. Runs of homozygosity revealed reproductive traits of Hu sheep. Genes, 2022, 13(10): 1848 (doi: 10.3390/genes13101848).
  • Wang W., Chen S., Qiao L., Zhang S., Liu Q., Yang K., Pan Y., Liu J., Liu W. Four markers useful for the distinction of intrauterine growth restriction in sheep. Animals, 2023, 13(21): 3305 (doi: 10.3390/ani13213305).
  • Fu X., Zhao B., Tian K., Wu Y., Suo L., Ba G., Ciren D., De J., Awang C., Gun S., Yang B. Integrated analysis of lncRNA and mRNA reveals novel insights into cashmere fineness in Tibetan cashmere goats. PeerJ, 2020, 8: e10217 (doi: 10.7717/peerj.10217).
  • San Agustin J.T., Pazour G.J., Witman G.B. Intraflagellar transport is essential for mammalian spermiogenesis but is absent in mature sperm. Molecular Biology of the Cell, 2015, 26(24): 4358-4372 (doi: 10.1091/mbc.E15-08-0578).
  • Yurchenko A.A., Deniskova T.E., Yudin N.S., Dotsev A.V., Khamiruev T.N., Selionova M.I., Egorov S.V., Reyer H., Wimmers K., Brem G., Zinovieva N.A., Larkin D.M. High-density genotyping reveals signatures of selection related to acclimation and economically important traits in 15 local sheep breeds from Russia. BMC Genomics, 2019, 20(Suppl 3): 294 (doi: 10.1186/s12864-019-5537-0).
  • Elder L.A., Hinnant H.R., Mandella C.M., Claus-Walker R.A., Parrish L.M., Slanzon G.S., McConnel C.S. Differential gene expression in peripheral leukocytes of pre-weaned Holstein heifer calves with respiratory disease. PLoS ONE, 2023, 18(5): e0285876 (doi: 10.1371/journal.pone.0285876).
  • Zhang J., Raza S.H.A., Wei D., Yaping S., Chao J., Jin W., Almohaimeed H.M., Batarfi M.A., Assiri R., Aggad W.S., Ghalib S.H., Ageeli A.A. Roles of MEF2A and MyoG in the transcriptional regulation of bovine LATS2 gene. Research in Veterinary Science, 2022, 152: 417-426 (doi: 10.1016/j.rvsc.2022.08.030).
  • Chen Z., Luo J., Zhang C., Ma Y., Sun S., Zhang T., Loor J.J. Mechanism of prolactin inhibition of miR-135b via methylation in goat mammary epithelial cells. Journal of Cellular Physiology, 2018, 233(1): 651-662 (doi: 10.1002/jcp.25925).
  • Chen Z., Chu S., Liang Y., Xu T., Sun Y., Li M., Zhang H., Wang X., Mao Y., Loor J.J., Wu Y., Yang Z. miR-497 regulates fatty acid synthesis via LATS2 in bovine mammary epithelial cells. Food & Function, 2020, 11(10): 8625-8636 (doi: 10.1039/d0fo00952k).
  • Zhang G.-M., Zhang T.-T., An S.-Y., El-Samahy M.-A., Yang H., Wan Y.-J., Meng F.-X., Xiao S.-H., Wang F., Lei Z.-H. Expression of Hippo signaling pathway components in Hu sheep male reproductive tract and spermatozoa. Theriogenology, 2019, 126: 239-248 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2018.12.029).
  • Plewes M.R., Hou X., Zhang P., Liang A., Hua G., Wood J.R., Cupp A.S., Lv X., Wang C., Davis J.S. Yes-associated protein 1 is required for proliferation and function of bovine granulosa cells in vitro. Biology of Reproduction, 2019, 101(5): 1001-1017 (doi: 10.1093/biolre/ioz139).
  • Lakhssassi K., Ureña I., Marín B., Sarto M.P., Lahoz B., Alabart J.L., Calvo J.H., Serrano M. Characterization of the pars tuberalis and hypothalamus transcriptome in female sheep under different reproductive stages. Animal Biotechnology, 2023, 34(8): 3461-3474 (doi: 10.1080/10495398.2022.2155174).
  • Mota L.F.M., Santos S.W.B., Júnior G.A.F., Bresolin T., Mercadante M.E.Z., Silva J.A.V., Cyrillo J.N.S.G., Monteiro F.M., Carvalheiro R., Albuquerque L.G. Meta-analysis across Nellore cattle populations identifies common metabolic mechanisms that regulate feed efficiency-related traits. BMC Genomics, 2022, 23(1): 424 (doi: 10.1186/s12864-022-08671-w).
  • Pena R.N., Noguera J.L., Casellas J., Díaz I., Fernández A.I., Folch J.M., Ibáñez-Escriche N. Transcriptional analysis of intramuscular fatty acid composition in the longissimus thoracis muscle of Iberian × Landrace back-crossed pigs. Animal Genetics,2013, 44(6): 648-660 (doi: 10.1111/age.12066).
  • Yang C., Huang Z., Pan C., Wang S. Characterization of feed efficiency-related key signatures molecular in different cattle breeds. PLoS ONE, 2023, 18(9): e0289939 (doi: 10.1371/journal.pone.0289939).
  • Yu H., Raza S.H.A., Pan Y., Cheng G., Mei C., Zan L. Integrative analysis of blood transcriptomics and metabolomics reveals molecular regulation of backfat thickness in Qinchuan cattle. Animals, 2023, 13(6): 1060 (doi: 10.3390/ani13061060).
  • Fan X., Turdi S., Ford S.P., Hua Y., Nijland M.J., Zhu M., Nathanielsz P.W., Ren J. Influence of gestational overfeeding on cardiac morphometry and hypertrophic protein markers in fetal sheep. The Journal of Nutritional Biochemistry, 2011, 22(1): 30-37 (doi: 10.1016/j.jnutbio.2009.11.006).
  • Song N., Wang X., Gui L., Raza S.H.A., Luoreng Z., Zan L. MicroRNA-214 regulates immunity-related genes in bovine mammary epithelial cells by targeting NFATc3 and TRAF3. Molecular and Cellular Probes, 2017, 35: 27-33 (doi: 10.1016/j.mcp.2017.06.002).
  • Evagelou S.L., Bebenek O., Specker E.J., Uniacke J. DEAD box protein family member DDX28 is a negative regulator of hypoxia-inducible factor 2a- and eukaryotic initiation factor 4e2-directed hypoxic translation. Molecular and Cellular Biology, 2020, 40(6): e00610-19 (doi: 10.1128/MCB.00610-19).
  • Li Y., Xu Z., Li H., Xiong Y., Zuo B. Differential transcriptional analysis between red and white skeletal muscle of Chinese Meishan pigs. International Journal of Biological Sciences, 2010, 6(4): 350-360 (doi: 10.7150/ijbs.6.350).
  • Raza S.H.A., Khan R., Gui L., Schreurs N.M., Wang X., Mei C., Yang X., Gong C., Zan L. Bioinformatics analysis and genetic polymorphisms in genomic region of the bovine SH2B2 gene and their associations with molecular breeding for body size traits in Qinchuan beef cattle. Bioscience Reports, 2020, 40(3): BSR20192113 (doi: 10.1042/BSR20192113).
  • Yang M., Fu J., Lan X., Sun Y., Lei C., Zhang C., Chen H. Effect of genetic variations within the SH2B2 gene on the growth of Chinese cattle. Gene, 2013, 528(2): 314-319 (doi: 10.1016/j.gene.2013.06.086).
  • Hu T., Huang S., Lv X., Wang S., Getachew T., Mwacharo J.M., Haile A., Sun W. miR-143 targeting CUX1 to regulate proliferation of dermal papilla cells in Hu sheep. Genes, 2021, 12(12): 2017 (doi: 10.3390/genes12122017).
  • Lv X., Li Y., Chen W., Wang S., Cao X., Yuan Z., Getachew T., Mwacharo J., Haile A., Li Y., Sun W. Association between DNA methylation in the core promoter region of the CUT-like homeobox 1 (CUX1) gene and lambskin pattern in Hu sheep. Genes, 2023, 14(10): 1873 (doi: 10.3390/genes14101873).
  • Zhou H., Huang S., Lv X., Wang S., Cao X., Yuan Z., Getachew T., Mwacharo J.M., Haile A., Quan K., Li Y., Reverter A., Sun W. Effect of CUX1 on the proliferation of Hu sheep dermal papilla cells and on the Wnt/β-Catenin signaling pathway. Genes, 2023, 14(2): 423 (doi: 10.3390/genes14020423).
  • Zhu X., Zou Y., Jia L., Ye X., Zou Y., Tu J., Li J., Yu R., Yang S., Huang P. Using multi-tissue transcriptome-wide association study to identify candidate susceptibility genes for respiratory infectious diseases. Frontiers in Genetics, 2023, 14: 1164274 (doi: 10.3389/fgene.2023.1164274).
Еще
Статья научная
QR-код для установки приложения SciUp Наведите камеру и скачайте бесплатное приложение SciUp