Применение ксеногенного фракционированного протеомного секретома стволовых и прогениторных клеток при остром ишемическом повреждении почек в эксперименте

Автор: Кирпатовский В.И., Сивков А.В., Ефремов Г.Д., Самойлова С.И., Фролова Е.В., Аполихин О.И.

Журнал: Экспериментальная и клиническая урология @ecuro

Рубрика: Экспериментальная урология

Статья в выпуске: 1 т.15, 2022 года.

Бесплатный доступ

Введение. В настоящее время широко исследуются возможности клеточной терапии с использованием стволовых клеток для коррекции функциональных нарушений органов, в том числе почек. Основными механизмом действия стволовых клеток считают активацию клеточной регенерации и ингибирование апоптоза продуктами их секреции (секретомом), что заставляет изучать механизмы действия секретома стволовых клеток. Цель исследования. Изучить связь нефропротективного действия препарата, представляющего собой белково-пептидный секретом эмбриональных клеток головного мозга (СЭСК), с его влиянием на регенерацию поврежденных ишемией клеток почки и активность их апоптоза. Материал и методы. Опыты проведены на 40 беспородных крысах-самцах массой 280-320 г. Острое повреждение почки различной степени выраженности вызывали удалением правой почки и ишемией оставшейся левой почки в течение 60 минут или 90 минут (по 20 крыс в группе). В каждой из этих групп 10 крысам ежедневно подкожно вводили СЭСК в дозе 0,1 мл/кг (10 инъекций), а другим 10 крысам терапии не проводили. Через 3, 7 и 14 дней удаляли ишемизированную почку и подвергали ее гистологическому исследованию и гистохимическому определению экспрессии маркера пролиферации Ki-67 и антиапоптотического белка Bcl-2 в структурах почки. Результаты. При терапии СЭСК уже на 3-и сутки выявляли до 20% гипертрофированных почечных клубочков при отсутствии клубочков с явлением гломерулосклероза, тогда как в контрольных опытах на этом сроке гипертрофированные клубочки не выявлялись, а доля клубочков с признаками гломерулосклероза составляла 5-10%. На 7-е и 14-е сутки в обеих группах доля гипертрофированных клубочков возрастала, сравниваясь в группе с 60-минутной ишемией, но сохраняя более высокие значения в опытах с 90-минутной ишемией и терапией СЭСК по сравнению с контролем. Клубочки в состоянии гломерулосклероза достоверно реже выявлялись при терапии СЭСК, в независимости от выраженности ишемического повреждения. При этом экспрессия Bcl-2 в клетках почечных клубочков при терапии СЭСК снижалась существенно в меньшей степени, чем в контрольных опытах, подтверждая взаимосвязь ингибирования апоптоза при терапии СЭСК с торможением развития склеротических процессов. В почечных канальцах при терапии СЭСК уже на 3-и сутки выявили значительное увеличение количества эпителиальных клеток, экспрессирующих маркер пролиферации Ki-67, с последующим постепенным уменьшением их количества, тогда как в контроле увеличение количества меченых клеток происходило лишь на 7-е и 14-е сутки. При увеличении выраженности ишемического повреждения стимулирующий пролиферацию эффект СЭСК пролонгировался до 14 суток. Пролиферативный эффект терапии СЭСК сопровождался уменьшением повреждения почечных канальцев, причем процент канальцев с некротизированным эпителием с увеличением срока после начала терапии (7 и 14 дней) прогрессивно уменьшался с 3-5% до 0-1%, свидетельствуя о регенерации эпителия, тогда как в контроле их доля сохранялась на более высоком уровне. Заключение. В нефропротективном эффекте СЭСК (препарата Целлекс), как и у стволовых клеток, существенную роль играет стимуляция клеточной пролиферации и ингибирование апоптоза поврежденных клеток.

Еще

Острое повреждение почек, клеточная терапия, секретом стволовых клеток, пролиферация клеток, апоптоз

Короткий адрес: https://sciup.org/142234550

IDR: 142234550

Список литературы Применение ксеногенного фракционированного протеомного секретома стволовых и прогениторных клеток при остром ишемическом повреждении почек в эксперименте

  • Basile DP, Anderson MD, Sutton TA. Pathophysiology of acute kidney injury. Compr Physiol 2012;2(2):1303-53. https://doi.org/10.1002/cphy.c110041.
  • Zuk A, Bonventre JV. Acute Kidney Injury. Annu Rev Med 2016(67):293-307. https://doi.org/10.1146/ annurev-med-050214-013407.
  • Missoum A. Recent Updates on mesenchymal stem cell based therapy for acute renal failure. Curr Urol 2020;13(4):189-199. https://doi.org/10.1159/000499272.
  • Zhao L, Hu C, Zhang P, Jiang H, Chen J. Mesenchymal stem cell therapy targeting mitochondrial dysfunction in acute kidney injury. J Transl Med 2019;17(1):142. https://doi.oig/10.1186/s12967-019-1893-4.
  • Yu SM, Bonventre JV. Acute kidney injury and maladaptive tubular repair leading to renal fibrosis. Curr Opin Nephrol Hypertens 2020;29(3):310-318. https://doi.org/10.1097/MNH.0000000000000605.
  • Fiorentino M, Grandaliano G, Gesualdo L, Castellano G. Acute kidney injury to chronic kidney disease transition. Contrib Nephrol 2018(193):45-54. https://doi.org/10.1159/000484962.
  • Palant CE, Patel SS, Chawla LS. Acute kidney injury recovery. Contrib Nephrol 2018(193):35-44. https://doi.org/10.1159/000484961.
  • Kumar S. Cellular and molecular pathways of renal repair after acute kidney injury. Kidney Int 2018;93(1):27-40. https://doi.org/10.1016/j.kint.2017.07.030.
  • Minocha E, Sinha RA, Jain M, Chaturvedi CP, Nityanand S. Amniotic fluid stem cells ameliorate cisplatin-induced acute renal failure through induction of autophagy and inhibition of apoptosis. Stem Cell Res Ther 2019;10(1):370. https://doi.org/10.1186/s13287-019-1476-6.
  • Hafazeh L, Changizi-Ashtiyani S(1), Ghasemi F, Najafi H, Babaei S, Haghverdi F. Stem cell therapy ameliorates ischemia-reperfusion induced kidney injury after 24 hours reperfusion. Iran J Kidney Dis 2019;13(6):380-388.
  • Yokoo T. Stem cell sheet therapy: another option for acute kidney injury? Kidney Int 2021;99(1):22-24. https://doi.org/10.1016/j.kint.2020.08.034.
  • Bogatcheva NV, Coleman ME. Conditioned medium of mesenchymal stromal cells: a new class of therapeutics. Biochemistry (Mosc) 2019;84(11):1375-1389. https://doi.org/10.1134/S0006297919110129.
  • Pan B, Fan G. Stem cell-based treatment of kidney diseases. Exp Biol Med (Maywood) 2020;245(10):902-910. https://doi.org/10.1177/1535370220915901.
  • Wang SY, Hong Q, Zhang CY, Yang YJ, Cai GY, Chen XM. miRNAs in stem cell-derived extracellular vesicles for acute kidney injury treatment: comprehensive review of preclinical studies. Stem Cell Res Ther 2019;10(1):281. https://doi.org/10.1186/s13287-019-1371-1.
  • Selim RE, Ahmed HH, Abd-Allah SH, Sabry GM, Hassan RE, Khalil WKB, Abouhashem NS. Mesenchymal stem cells: a promising therapeutic tool for acute kidney injury. Appl Biochem Biotechnol 2019 Sep;189(1):284-304. https://doi.org/10.1007/s12010-019-02995-2.
  • Vizoso FJ, Eiro N, Cid S, Schneider, Perez-Fernandez R. Mesenchymal stem cell secretome: toward cell-free therapeutic strategies in regenerative medicine. Int J Mol Sci 2017(18):1852; https://doi.org/10.3390/ijms18091852.
  • Li JS, Li B. Renal injury repair: how about the role of stem cells. Adv Exp Med Biol 2019(1165):661-670. https://doi.org/10.1007/978-981-13-8871-2_32.
  • Hafazeh L, Changizi-Ashtiyani S, Ghasemi F, Najafi H, Babaei S, Haghverdi F. Stem cell therapy ameliorates ischemia-reperfusion induced kidney injury after 24 hours reperfusion. Iran J Kidney Dis 2019 Nov;13(6):380-388.
  • Beer L, Mildner M, Ankersmit HJ. Cell secretome based drug substances in regenerative medicine: when regulatory affairs meet basic science. Ann Transl Med 2017(5):170.
  • GolleL, Gerth HU, Beul K, Heitplatz B, Barth P, Fobker M, et al. Bone marrow-derived cells and their conditioned medium induce microvascular repair in uremic rats by stimulation of endogenous repair mechanisms. Sci. Rep 2017(7):9444.
  • Lee KH, Tseng WC, Yang CY, Tarng DC. The Anti-inflammatory, anti-oxidative, and anti-apop-totic benefits of stem cells in acute ischemic kidney injury. Int J Mol Sci 2019;20(14). pii: E3529. https://doi.org/10.3390/ijms20143529.
  • Rota C, Morigi M, Imberti B. Stem cell therapies in kidney diseases: progress and challenges. Int J Mol Sci 2019(20):2790; https://doi.org/10.3390/ijms20112790.
  • Yun CW, Lee SH. Potential and therapeutic efficacy of cell-based therapy using mesenchymal stem cells for acute/chronic kidney disease. Int J Mol Sci 2019;20(7):1619. https://doi.org/10.3390/ ijms20071619.
  • Кирпатовский В.И., Сивков А.В., Голованов С.А., Дрожжева В.В., Ефремов Г.Д., Самойлова С.И. Стимуляция структурно-функционального восстановления почки у крыс с постишеми-ческой острой почечной недостаточностью разной степени выраженности терапией эмбриональным белково-пептидным комплексом. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины 2020;169(5):551-558. [Kirpatovskiy V.I., Sivkov A.V., Golovanov S.A., Drozhzheva V.V., Efremov G.D., Samjlova S.I. Stimulation of the structural and functional recovery of the kidney in rats with post-ischemic acute renal insufficiency of varying severity by therapy with an embryonic protein-peptide complex. ByuHeten1 eksperimentalnoy biologii i meditsiny = Bulletin of Experimental Biology and Medicine 2020;169(5):551-558. (in Russian)].
  • Ferenbach DA, Bonventre JV Acute kidney injury and chronic kidney disease: From the laboratory to the clinic. Nephrol Ther 2016;12(Suppl 1):S41-8. https://doi.org/10.1016/j.nephro.2016.02.005.
  • Ogbadu J, Singh G, Aggarwal D. Factors affecting the transition of acute kidney injury to chronic kidney disease: Potential mechanisms and future perspectives. Eur J Pharmacol 2019(865):172711. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2019.172711.
  • Fattah H, Vallon V. Tubular recovery after acute kidney injury. Nephron 2018;140(2):140-143. https://doi.org/10.1159/000490007.
  • Кирпатовский В.И., Соколов М.А., Рабинович Э.З., Сивков А.В. Клеточные и гуморальные механизмы регенерации почки. Экспериментальная и клиническая урология 2017(2):42-51. [Kirpatovskiy V.I., Sokolov M.A., Rabinovich E.Z., Sivkov A.V. Cellular and humoral mechanisms of kidney regeneration. Eksperimentalnaya i Klinicheskaya urob-giya = Experimental and Clinical Urology 2017(2):42-51. (in Russian)].
  • Thomasova D, Anders HJ. Cell cycle control in the kidney. Nephrol Dial Transplant 2015;30(10):1622-30. https://doi.org/10.1093/ndt/gfu395.
  • Liu X, Liu H, Sun L, Chen Z, Nie H, Sun A, et al. The role of long-term label-retaining cells in the regeneration of adult mouse kidney after ischemia/reperfusion injury. Stem CM Res Ther 2016;7(1):68. https://doi.org/10.1186/s13287-016-0324-1.
  • Sakakima M, Fujigaki Y, Yamamoto T, Hishida A. A distinct population of tubular cells in the distal S3 segment contributes to S3 segment regeneration in rats following acute renal failure induced by uranyl acetate. Nephron Exp Nephrol 2008;109(2):e57-70. https://doi.org/10.1159/000142100.
  • Goodlad RA. Quantification of epithelial cell proliferation, cell dynamics, and cell kinetics in vivo. Wiley Interdiscip Rev Dev Biol 2017;6(4). https://doi.org/10.1002/wdev.274.
  • Hussein AM, Barakat N, Awadalla A, Gabr MM, Khater S, Harraz AM, et al. Modulation of renal ischemia/reperfusion in rats by a combination of ischemic preconditioning and adipose-derived mesenchymal stem cells (ADMSCs). Can J Physiol Pharmacol 2016;94(9):936-46. https://doi.org/10.1139/ cjpp-2016-0018.
  • Regner KR, Nozu K, Lanier SM, Blumer JB, Avner ED, Sweeney WE Jr, Park F. Loss of activator of G-protein signaling 3 impairs renal tubular regeneration following acute kidney injury in rodents. FASEB J. 2011;25(6):1844-55. https://doi.org/10.1096/fj.10-169797.
  • Sari FT, Arfian N, Sari DCR. Effect of kidney ischemia/reperfusion injury on proliferation, apop-tosis, and cellular senescence in acute kidney injury in mice. Med J Malaysia 2020;75(Suppl 1):20-23.
  • Terada N, Karim MR, Izawa T, Kuwamura M, Yamate J. Expression of OI-catenin in regenerating renal tubules of cisplatin-induced kidney failure in rats. Clin Exp Nephrol 2018;22(6):1240-1250. https://doi.org/10.1007/s10157-018-1583-1.
  • Kim K, Lee KM, Han DJ, Yu E, Cho YM. Adult stem cell-like tubular cells reside in the corti-comedullary junction of the kidney. Int J Clin Exp Pathol 2008;1(3):232-41.
  • Hall PA, Greenwood RA, d'Ardenne AJ, Levison DA. In situ demonstration of renal tubular regeneration using the monoclonal antibody Ki67. Nephron 1988;49(2):122-5. https://doi.org/10.1159/000185037.
  • Shankland SJ, Pippin JW, Duffield JS. Progenitor cells and podocyte regeneration. Semin Nephrol 2014;34(4):418-428. https://doi.org/10.1016/j.semnephrol.2014.06.008.
  • Wanner N, Hartleben B, Herbach N, Goedel M, Stickel N, Zeiser R, et al. Un raveling the role of podocyte turnover in glomerular aging and injury. J Am Soc Nephrol 2014;25(4):707-716. https://doi.org/10.1681/ASN.2013050452.
  • Borkan SC. The role of BCL-2 family members in acute kidney injury. Semin Nephrol. 2016 May;36(3):237-50. https://doi.org/10.1016/j.semnephrol.2016.04.001.
  • Qiu LQ, Sinniah R, I-Hong Hsu S. Downregulation of Bcl-2 by podocytes is associated with progressive glomerular injury and clinical indices of poor renal prognosis in human IgA nephropathy. J Am Soc Nephrol 2004;15(1):79-90. https://doi.org/10.1097/01.asn.0000104573.54132.2e.
  • Isaka Y, Suzuki C, Abe T, Okumi M, Ichimaru N, Imamura R, et al. Bcl-2 protects tubular epithelial cells from ischemia/reperfusion injury by dual mechanisms. Transplant Proc 2009;41(1):52-4. https://doi.org/10.1016/j.transproceed.2008.10.026.
  • Kim JH, Lee SS, Jung MH, Yeo HD, Kim HJ, Yang JI, et al. N-acetylcysteine attenuates glycerol-induced acute kidney injury by regulating MAPKs and Bcl-2 family proteins. Nephrol Dial Transplant 2010;25(5):1435-43. https://doi.org/10.1093/ndt/gfp659.
  • Hashemi M. The Study of pentoxifylline drug effects on renal apoptosis and bcl-2 gene expression changes following ischemic reperfusion injury in rat. Iran J Pharm Res 2014 Winter;13(1):181-9.
  • Suzuki C, Isaka Y, Shimizu S, Tsujimoto Y, Takabatake Y, Ito T, et al. Bcl-2 protects tubular epithelial cells from ischemia reperfusion injury by inhibiting apoptosis. CeU Transplant 2008;17(1-2):223-9. https://doi.org/10.3727/000000008783907053.
  • Chien CT, Chang TC, Tsai CY, Shyue SK, Lai MK. Adenovirus-mediated bcl-2 gene transfer inhibits renal ischemia/reperfusion induced tubular oxidative stress and apoptosis. Am J Transplant 2005;5(6):1194-203. https://doi.org/10.1111/j.1600-6143.2005.00826.x.
  • Haishima A, Murakami M, Ikeda T, Inoue K, Kamiie J, Shirota K. Detection of Bcl-2 mRNA and its product in the glomerular podocytes of the normal rat kidney. Exp Toxicol Pathol. 2012;64(6):633-7. https://doi.org/10.1016/j.etp.2010.12.006.
  • Bhatt K, Feng L, Pabla N, Liu K, Smith S, Dong Z. Effects of targeted Bcl-2 expression in mitochondria or endoplasmic reticulum on renal tubular cell apoptosis. Am J Physiol Renal Physiol 2008;294(3):F499-507. https://doi.org/10.1152/ajprenal.00415.2007.
  • Cui J, Bai X, Chen X. Autophagy and acute kidney injury. Adv Exp Med Biol 2020;1207:469-480. dhttps://doi.org/10.1007/978-981-15-4272-5_34.
Еще
Статья научная