Сорбенты фенолов как компоненты питательной среды в микроклональном размножении растений
Автор: Пугачева Анна Михайловна, Бикметова Кристина Романовна, Смирнова Юлия Сергеевна
Журнал: Природные системы и ресурсы @ns-jvolsu
Рубрика: Новые биотехнологии в агропромышленном комплексе
Статья в выпуске: 3 т.11, 2021 года.
Бесплатный доступ
В процессе микроклонального размножения растения выделяют в питательную среду различные вещества, например, фенольные соединения, которые действуют как ингибиторы ростовых процессов и, соответственно, препятствуют нормальному развитию эксплантов в условиях in vitro. Для нейтрализации отрицательного воздействия фенолов ткани растений обрабатывают стабилизирующими веществами, а также используют различные сорбенты в качестве компонентов питательной среды. В данной работе представлен обзор апробированных способов решения проблемы сорбции фенольных соединений при микроклональном размножении растений. В различных исследованиях рассматривается добавление в питательную среду тех или иных компонентов, препятствующих выделению вредных подавляющих рост веществ. Чаще всего в качестве адсорбирующего вещества используют различные углеродные соединения, например активированный уголь. Авторы на основе анализа отечественной и иностранной литературы по данной теме делают вывод о том, что наиболее эффективными и часто используемыми являются соединения углерода и полимер поливинилпирролидон, менее встречаемым является использование следующих ингибирующих веществ: аскорбиновая и лимонная кислоты, нитрат серебра и хлорид ртути. По результатам проведенных аналитических исследований выявлена перспективность использования в качестве сорбентов таких веществ, как терморасширенный графит (ТРГ) и коллоидный диоксид кремния в составе лекарственного препарата «Полисорб». Благодаря неоднородной пористой структуре, включающей как микропоры, так и мезо- или макропоры, ТРГ способен адсорбировать загрязняющие вещества как из раствора, так и с поверхности воды, что и делает его потенциальным сорбентом фенольных соединений. Влияние диоксида кремния, в аморфной форме, на растения в условиях in vitro уже было успешно протестировано некоторыми исследователями, что свидетельствует о перспективности его исследования.
Сорбенты, фенолы, активированный уголь, диоксид кремния, терморасширенный графит, in vitro
Короткий адрес: https://sciup.org/149139570
IDR: 149139570 | DOI: 10.15688/nsr.jvolsu.2021.3.6
Текст научной статьи Сорбенты фенолов как компоненты питательной среды в микроклональном размножении растений
DOI:
На приживаемость эксплантов оказывают влияние следующие факторы: стерилизующие агенты, сроки введения в стерильную культуру, исходный материал, окисление фенолами питательной среды и эксплантов, состав питательной среды. Часто при введении растений в культуру in vitro возникает довольно серьезная проблема – ингибирование ростовых процессов экспланта токсическими веществами
(фенолами), которые выделяются в среду в результате травмы при изолировании.
Выделение эксплантами фенольных соединений большинства видов в культуральную среду вызывает потемнение и препятствует регенерации растений in vitro [10; 11]. Для снятия отрицательного воздействия фенолов растительные ткани обрабатывают стабилизирующими веществами, а также используют различные сорбенты в качестве компонентов питательной среды.
Данное исследование представляет анализ способов решения обозначенной проблемы, как сорбция фенольных соединений при микроклональном размножении растений.
Соединения углерода как сорбенты фенолов
В литературе часто встречаются упоминания о добавлении в питательную среду тех или иных компонентов, препятствующих выделению вредных подавляющих рост веществ. Чаще всего в качестве адсорбирующего вещества используют различные углеродные соединения, например активированный уголь [7]. Он имеет очень тонкую сеть пор с большой внутренней поверхностью, на которой могут адсорбироваться многие вещества [25].
Количество выделяемых фенолов можно измерить методом спектрофотометрии, как описано в статье Ozyigit [18]. В данной работе автор измерял общее содержание фенольных соединений в листьях, побегах и питательной среде Мурасиге – Скуга на 7, 14, 21 и 28-й день органогенеза. Наибольшая концентрация фенолов в исследуемом материале определялась на третьей неделе онтогенеза.
Rabha Abdelwahd с соавторами проводили исследование по изучению влияния адсорбента и антиоксиданта для уменьшения воздействия выщелочных фенолов при регенерации проростков фасоли in vitro [10]. Результаты показали снижение латерального потемнения эксплантов и улучшение регенерации побегов при добавлении в питательную среду активированного угля в концентрации 10 г/л или аскорбиновой кислоты в концентрации 1 мг/л. Экспланты проращивали на среде Мурасиге и Скуга с 3 % сахарозой, 0,8 % агаром, с содержанием фитогормонов 2 мг/л 6-бензилами-нопурина и 2 мг/л тидиазурона. В результате был сделан вывод о положительном адсорбирующем действии активированного угля, благодаря которому улучшилась регенерация экспланта в условиях in vitro .
В 2006 г. была опубликована работа на тему влияния активированного угля на культуру тканей in vitro [23]. Исследование проводилось на суспензии клеток дикой моркови (Daucus carota) и гаплопаппуса (Haplopappus gracilis) и суспензии каллусов лука многоярусного (Allum cepa var. proliferum) на питательной среде с активированным углем и без него. Дифференциация произошла в тех культурах клеток, которые содержали древесный уголь. Методом масс-спектрометрии было показано, что питательная среда без древесного угля содержит большое количество фенилуксусной кислоты и p-ОН-бензойной кислоты (Daucus), 2,6-OH-бензойной кислоты (Allium) и бензойной кислоты, пеларгоновой кислоты и каприловой кислоты (Haplopappus), а среда с активированным углем – нет. Также было показано, что p-OH-бензойная кислота оказывает ингибирующее действие на эмбриогенез в культурах тканей Daucus.
Enni Suwarsi Rahayu в своем исследовании выявляет оптимальный состав питательной среды для выращивания Элеокарпуса крупноцветкового ( Elaeocarpus grandiflorus ) в условиях in vitro [24]. В двухфакторном эксперименте, в котором варьировали тип питательной среды, Мурасиге – Скуга (MS) и питательная среда для древесных растений (WPM), а также антиоксидантные агенты, активированный уголь и поливинилпирролидон (ПВП). ПВП представляет собой адсорбирующее соединение, которое связывается с фенолами и, следовательно, предотвращает окисление. Роль активированного угля включает в себя инактивацию свободных радикалов или восстановление пероксидов. Данное исследование показало, что оба типа антиоксидантов были эффективны в развитии эксплантата E. grandiflorus. Культивирование эксплантов на среде MS с добавлением ПВП привело к тому, что большинство эксплантатов сформировали побеги, а на среде WPM, дополненной ПВП или активированным углем, большинство эксплантатов регенерировали каллус.
В.Л. Налобова и В.В. Акименко в работе по микроклональному размножению котовника гибридного использовали в качестве сорбентов несколько веществ [5]. Питательную среду Мурасиге – Скуга модифицировали ингибиторами фенолов – активированным углем (10 % от объема), витамином С (аскорбиновой кислотой) – 1 мл/л, а также увеличением доли ИМК с 0,2 до 0,5 мл/л. В процессе исследований выявлено, что на среде, содержащей активированный уголь, образовывались регенеранты в виде конгломератов, состоящих из большого количества побегов, в то же время на среде без активированного угля образуются одиночные регенеранты. Добавление в среду витамина С не вызывало каких-либо видимых изменений в развитии растений in vitro. Таким образом, был сделан вывод о том, что активированный уголь является лучшим ингибитором фенолов, чем аскорбиновая кислота.
Ученые всероссийского научно-исследовательского института сахарной свеклы и сахара им. А.Л. Мазлумова в одной из своих работ модифицировали питательную среду с целью укоренения эксплантов [1]. Для этого рекомендуется вводить индолилмасляную кислоту (ИМК) и нафтилуксусную кислоту (НУК) в различных концентрациях. Однако ауксины могут оказывать отрицательное влияние на процесс корнеобразования in vitro . Поэтому Е.Н. Васильченко с соавторами с целью устранения нежелательных последствий увеличения концентрации ауксинов в питательную среду добавляли активированный уголь. Внесение данного вещества в концентрации 3 мг/л оказало положительное влияние на ризогенез, а именно повышало частоту образования корней на 7,8–10,7 %.
В исследовании Roberson Dibax было обнаружено, что, помимо подавления действия фенольных соединений и, следовательно, потемнения, добавление активированного угля к питательной среде для регенерации эвкалипта in vitro усиливает рост побегов и улучшает окраску листьев [19].
В монографии Т.М. Черевченко «Биотехнология тропических и субтропических растений in vitro » говорится о том, что активированный уголь часто вносят в среды для укоренения на последнем этапе микроразмножения [9]. Предполагается, что он связывает ингибиторы фитогормонов, в результате чего стимулируется эмбриогенез. А также указывается, что некоторые растения лучше развиваются на затемненной питательной среде.
Dennis Thomas в своей работе рассматривает различные аспекты применения активированного угля в качестве компонента питательной среды [25]. Он часто используется в культуре тканей для улучшения роста и развития клеток, а также играет решающую 42
роль в микроразмножении, прорастании семян орхидей, соматическом эмбриогенезе, культивировании пыльников, производстве синтетических семян, культивировании протопластов, укоренении, удлинении стебля, формировании луковиц и т. д. Промотирующие эффекты активированного угля на морфогенез могут быть обоснованы его необратимой адсорбцией ингибирующих веществ в культуральной среде и существенным снижением содержания токсических метаболитов, фенольной экссудацией и накоплением коричневого экссудата. В дополнение к этому активированный уголь участвует в ряде стимулирующих и ингибирующих действий, включая высвобождение веществ, которые способствуют росту, изменению и потемнению питательных сред, а также адсорбции витаминов, ионов металлов и регуляторов роста растений, включая абсцизовую кислоту и газообразный этилен. Влияние данного вещества на поглощение регуляторов роста до сих пор неясно, по мнению ряда исследователей активированный уголь может постепенно высвобождать определенные адсорбированные продукты, такие как питательные вещества и регуляторы роста, которые становятся доступными для растений.
В 2015 г. группа ученых исследовала применение хлорида ртути (HgCl2) и древесного угля в микроклональном размножении тикового дерева ( Tectona grandis ) [27]. Изучено влияние HgCl2 в различных концентрациях (0,05, 0,1 и 0,15 %) с различным временем экспозиции 5, 10 и 15 минут. Авторы обнаружили, что обработка 0,1 % HgCl2 в течение 5 минут показала лучшее распускание почек, в то время как грибковое и бактериальное загрязнение было наименьшим при применении 1 % и 0,15 % растворов. Процент грибковых и бактериальных загрязнений были ниже при обработке 1,5 % HgCl2 в течение 15 минут. Комбинация древесного угля с HgCl2 оказывает значительное влияние на распускание почек и потемнение. При добавлении 0,5 г/л древесного угля с 0,01 % HgCl2 скорость распускания почек была максимальная.
Ю.В. Береснева с соавторами в своих исследованиях описывают результаты по изучению физико-химических свойств терморасширенного графита (ТРГ) [4; 6; 8; 14]. Особенный интерес представляют конкретно сор- бционные свойства полученного терморасширенного графита: с помощью УФ-спектроскопии исследователями была определена сорбционная емкость ТРГ по отношению к растворенному в воде фенолу. Предельное значение сорбционной емкости в исследуемом диапазоне концентраций составило 6,95 г/г сорбента. Определено, что тип изотерм адсорбции зависит от природы и концентрации исследуемого вещества в растворе, а также от природы и морфологии сорбента. Таким образом, терморасширенный графит, полученный на основе соединений соинтеркалирования нитрата графита, обладает высокой сорбционной емкостью по отношению к фенолу, что наталкивает на возможность добавления ТРГ в питательную среду в качестве сорбента.
Полимеры и другие вещества как сорбенты фенолов
М.В. Скапцов с коллегами тестировали добавление в питательную среду дополнительных компонентов в отношении их влияния на накопление фенольных соединений и жизнеспособность каллусных клеток [7]. В качестве сорбента использовали поливинилпир-ролидон, а в качестве антиоксиданта – тиосульфат натрия. В результате эксперимента было установлено, что каллусы, выращенные на модицицированной среде, содержат в два раза меньше фенольных соединений, чем каллусы, выращенные на среде со стандартным составом [17].
В 2014 г. проводилось исследование с целью изучения влияния антиоксидантного действия аскорбиновой кислоты на контроль летального потемнения, вызванного фенольными соединениями, в культуре in vitro Brachylaena huillensis с использованием узловых сегментов [13; 14]. Модификация питательной среды включала добавление аскорбиновой кислоты в концентрациях 50–250 мг/л вместе с цитокинином бензиламинопурином (6-БАП). Результаты данного эксперимента показали, что выделение фенольных соединений эксплантами в значительной степени контролировалось за счет включения в среду более высоких концентраций аскорбиновой кислоты. Лучший эффект был достигнут при добавлении 200–250 мг/л аскорбиновой кислоты в среду для древесных растений (WPM) с добавлением 6-БАП.
Sanyal с соавторами в своей статье «Опосредованная Agrobacterium трансформация нута ( Cicer arietinum L .) геном cry1Ac Bacillus thuringiensis устойчивости к насекомому Helicoverpa armigera » в качестве антиоксидантов использовали 1 %-ный раствор нитрата серебра на среде Мурасиге – Скуга с индол-3-масляной кислотой (ИМК) [12]. Нитрат серебра является ингибитором этилена, его добавление поддерживало максимальное восстановление эксплантов после агроинокуляции. Добавление данного вещества привело к выделению большого количества предполагаемых трансформантов за относительно короткий период времени в культуре и устранению химер.
В 2015 г. была опубликована работа о влиянии концентрации неорганических веществ и поливинилпирролидона на корневища вишни in vitro [21]. В работе рассмотрено влияние добавления ПВП в пяти концентрациях в питательную среду различной силы на укоренение нескольких сортов вишни в условиях in vitro . В результате эксперимента были получены данные о том, что при добавлении 5 г/л ПВП к среде половинной крепости и 1 г/л ПВП число корней (5,8) было наибольшим, что привело к 80-процентному укоренению. А при применении 1 г/л ПВП в среде половинной крепости число корней составило 6,3, а процент укоренения – 90,9 %. Напротив, длина корня была максимальной (примерно 36,2 мм) в среде полной крепости без добавления ПВП. Однако, данное вещество является многообещающим средством для ингибирования фенольных соединений и укоренения в системах культур in vitro .
Qu и Chaudhury обрабатывали экспланты аскорбиновой кислотой с последующим культивированием в MS с добавлением поливинилполипирролидона, что значительно снизило потемнение и улучшило регенерацию [19].
-
H. Strosse с соавторами во время исследования культуры клеток и тканей банана в качестве антиоксидантов использовали растворы аскорбиновой и лимонной кислоты в концентрациях 10–150 мг/л [22]. Данные вещества добавляли в питательную среду для предотвращения ее потемнения, то есть с це-
- лью адсорбции фенольных соединений, или сами эксплантаты погружали в раствор антиоксиданта до помещения их в пробирки, что оказывало положительное влияние на рост микроклонов.
Проведенное ранее исследование также показало, что поливинилпирролидон можно добавлять в среду для уменьшения окисления и, как следствие, потемнения культивированных тканей [16; 26].
О.Ю. Гусева с коллегами проводили масштабную работу по оптимизации условий культивирования in vitro и ex vitro ювенильного материала дуба черешчатого [2]. Исследователи рекомендуют использовать материал от молодых саженцев, меристемные структуры, а также добавлять в состав питательной среды цитокинин 6-БАП, аденин и поли-винилпирролидон, в качестве сорбционного агента. Так как дуб является трудноразмно-жаемой культурой в условиях in vitro , а материал, взятый от многолетних дубов, обладает слабым ризогенным ответом, использование молодого материала и добавление сорбентов фенольных соединений позволяет получить качественные микроклоны дуба черешчатого в условиях клонального микроразмножения.
Однако поливинилпирролидон оказывает адсорбирующий эффект не со всеми видами растений. Исследование Prajapati и соавторов показало, что при добавлении данного полимера в питательную среду, ингибирующее действие на фенольные соединения не было оказано [20].
Sanyal с коллегами в результате своего исследования сообщили, что добавление таких антиоксидантов, как цистеин и нитрат серебра, улучшило прорастание нута in vitro после агроинокуляции [24]. Аналогичным образом в экспериментах Strosse было выявлено, что добавление цистеина к питательной среде уменьшает почернение экспланта и питательной среды в культуре ткани банана in vitro [22].
На основании проведенного анализа литературы можно выделить несколько часто применяемых в микроклональном размножении веществ, которые используют в качестве сорбентов фенольных соединений. На первом месте по применяемости, доступности и эффективности стоит древесный (активирован- ный) уголь. Его концентрации варьируют от 0,5 до 10 г на литр питательной среды, в основном используют 5 и 10 г/л.
Сорбционная способность углеродных материалов является главным критерием, который следует учитывать при производстве сорбента, поскольку сорбционная емкость производимого сорбента напрямую зависит от изначальной сорбционной способности сырья. Результаты подобных исследований А.А. Вой-таш и Ю.В. Берестневой уже описаны выше, поэтому они в общем смысле свидетельствуют о перспективе использования различных модификаций графита в качестве сорбентов фенольных соединений, выделяемых растениями в условиях клонального микроразмножения. Благодаря неоднородной пористой структуре, включающей как микропоры, так и мезо-или макропоры, ТРГ способен адсорбировать загрязняющие вещества как из раствора, так и с поверхности воды. Это указывает на целесообразность использования такого сорбента в качестве компонента питательной среды для микроклонального размножения растений in vitro .
Вторым по популярности и эффективности является поливинилпирролидон. Это водорастворимый полимер, составленный из мономерных единиц N-винилпирролидона, который входит в состав некоторых лекарственных препаратов, таких как «Энтеродез». Он оказывает дезинтоксикационное действие, заключающееся в способности к комплексообразованию. Механизм его действия заключается в способности активно связывать токсины, соответственно, он имеет высокую сорбционную способность по отношению к соединениям фенола, выделяемым микрорастениями в процессе развития в условиях in vitro , о чем свидетельствуют работы многих авторов.
Аналогичными свойствами обладает лекарственный препарат «Полисорб», основу которого составляет коллоидный диоксид кремния. Имеются немногочисленные данные о применении его в качестве компонента питательной среды, которые свидетельствуют о том, что данное вещество вовлечено в процесс снижения стресса у растений, а также повышает иммунитет организма. Ю.А. Зюзина и Е.В. Немцова исследовали влияние синтетического аморфного диоксида кремния на растения в условиях in vitro [3]. При добавлении в питательную среду препарата, содержащего диоксид кремния в концентрациях 50, 100 и 150 г/л, выявлено, что добавление данного вещества в концентрации 100 мг/л привело к увеличению коэффициента размножения эксплантов больше чем в 1,5 раза, а при концентрации 50 мг/л наблюдалась самая большая длина микропробегов. Полученные результаты свидетельствуют о положительном влиянии диоксида кремния на культивирование растений в условиях in vitro, а также оставляет перспективу для дальнейшего исследования влияния диоксида кремния в составе препарата «Полисорб» на развитие микроклонов.
Среди часто используемых веществ можно выделить следующие соединения: аскорбиновая и лимонная кислоты, нитрат серебра и хлорид ртути. Однако в составе питательной среды они чаще используются благодаря своим антиоксидантным свойствам, а не сорбционным способностям.
Заключение
Добавление в питательную среду таких сорбентов, как активированный уголь и его различные модификации, а также водорастворимого полимера поливинилпирролидона является необходимым для успешного получения микроклонов растений в условиях in vitro . Вышеперечисленные вещества успешно сорбируют фенольные соединения, препятствуя ингибированию регенерационного потенциала растений.
Список литературы Сорбенты фенолов как компоненты питательной среды в микроклональном размножении растений
- Васильченко, Е. Н. Индукция ризогенеза у сахарной свеклы в культуре in vitro / Е. Н. Васильченко, Е. О. Колесникова, Т. П. Жужжалова // Сборник трудов Восемнадцатой Международной научно-практической конференции. - 2019. - С. 42-50.
- Гусева, О. Ю. Оптимизация условий культивирования in vitro и ex vitro ювенильного материала дуба черешчатого / О. Ю. Гусева, Л. М. Стародубцева, В. Н. Попов // Сибирский лесной журнал. - 2019. - № 5. - С. 81-89.
- Зюзина, Ю. А. Влияние синтетического аморфного диоксида кремния на растения Rhododendronroseum (L.) в культуре in vitro / Ю. А. Зюзина, Е. В. Немцова // Разнообразие растительного мира. - 2017. - Т. 2, № 10. - С. 48-54.
- Исследование сорбции ароматических соединений из водных растворов терморасширенным графитом / А. А. Войташ, Ю. В. Берестнева, Е. В. Ракша, А. А. Давыдова, М. В. Савоськин // Химическая безопасность. - 2020. - Т. 4, № 1. - C. 144-156. - DOI: https://doi.org/10.25514/CHS.2020.1.17010.
- Налобова, В. Л. Микроклональное размножение котовника гибридного / В. Л. Налобо-ва, В. В. Акименко // Перспективы и проблемы развития биотехнологии в рамках единого экономического пространства стран Содружества : материалы Междунар. науч.- практ. конф., 25-28 мая 2005 г., Минск - Нарочь. - Минск : РИВШ, 2005. -С. 154-155.
- Очистка воды от нефтепродуктов сорбентом на основе терморасширенного графита для орошения сельскохозяйственных угодий / А. А. Войташ, Ю. В. Берестнева, Е. В. Ракша, М. В. Савоськин // Научно-агрономический журнал. - 2020. - Т. 110, № 3. - С. 4-8. - DOI: https://doi.org/10.34736/ FNC.2020.111.4.006.29-34
- Скапцов, М. В. Оптимизация сред для культивирования растений in vitro на примере щавеля водного (Rumex aquaticus L.) / М. В. Скапцов, Д. В. Балабова, М. Г. Куцев // Сельскохозяйственная биология. - 2014. - № 1. - С. 32-35.
- Сорбционные свойства терморасширенного графита нитрата графита, соинтеркалированного этилформиатом и уксусной кислотой / А. А. Давыдова, А. А. Войташ, Ю. В. Берестнева [и др.] // Химическая безопасность. - 2019. - Т. 3. - С. 39-48. - DOI: https://doi.org/10.25514/CHS.2019.SpetiaL2.
- Черевченко, Т. М. Биотехнология тропических и субтропических растений in vitro / Т. М. Черевченко, А. Н. Лаврентьева, Р. В. Иванников. -Киев : Наукова думка, 2008. - 559 с.
- Abdelwahd, R. N. Use of an Adsorbent and Antioxidants to Reduce the Effects of Leached Phenolics in In Vitro Plantlet Regeneration of Faba Bean / R.N. Abdelwahd, M. Hakam, S.M. Labhilili // African Journal of Biotechnology. - 2008. - Vol. 7, №8. - P. 997-1002.
- Agrobacterium-Mediated Genetic Transformation of Local Cultivars of Chickpea (Cicer arietinum L.) / R.A. Sharmin, J. Akter, R.H. Sarker [et al.] // Plant Tissue Cult. & Biotech. - Vol. 22, № 1. - P. 41-50.
- Agrobacterium-Mediated Transformation of Chickpea (Cicer arietinum L.) with Bacillus Thuringiensis Cry1Ac gene for Resistance Against pod Borer Insect Helicoverpa Armigera / I. Sanyal, A.K. Singh, M. Kaushik [et al.] // Plant Sci. - 2005. -Vol. 168, № 4. - P. 1135-1146. - DOI: https://dx.doi.org/ 10.1016/j.plantsci.2004.12.015.
- Arditti, J. Micropropagation of Orchids / J. Arditti, R. Ernst. - New York : John Wiley and Sons, 1993. - 640 p.
- Effects of Ascorbic Acid in Controlling Lethal Browning in in vitro Culture of Brahylaena Huillensis Using Nodal Segments / C. F. Ndakidemi, E. Mneney, P. Alois, A. Ndakidemi // American Journal of Plant Sciences. - 2014. - Vol. 5, № 1. - P. 187-191. - DOI: https://dx.doi.org/10.4236/ajps.2014.51024.
- Exfoliated Graphite from Graphite Nitrate Cointercalation Compounds: Production and Some Applications / A. A. Voitash, V. Yu. Vishnevsky, Yu. V. Berestneva [et al.] // Applied Aspects of Nano-Physics and Nano-Engineering / ed. by K. Levine, A. G. Syrkov. - New York : Nova Science Publishers Inc., 2019. - Vol. 1. - P. 25-28.
- Gupta, P. K. Eucalyptus / P. K. Gupta, A. F. Mascarenhas // Cell and Tissue Culture in Forestry. Vol. 3 / ed. by J. Bonga, D. J. Durzan. - Dordrecht : Martinus Nijhoff publisher, 1987. - P. 385-402.
- Murashige, T. A Revised Medium for Rapid Growth and Bioassays with Tobacco Tissue Cultures / T. Murashige, F. Skoog // Plant Physiol. - 1962. -Vol. 15. - P. 473-497.
- Ozyigit, I. I. Phenolic Changes During in vitro Organogenesis of Cotton (Gossypium hirsutum L.) Shoot Tips / I. I. Ozyigit // Afr. J. Biotechnol. - 2008. -№7. - P. 1145-1150.
- Plant Regeneration from Cotyledonary Explants of Eucalyptus Camaldulensis / R. Dibax, C. L. Eisfeld, F. L. Cuquel [et al.] // Scientia Agricola. -2005. - Vol. 62, № 4. - P. 406-412. - DOI: https:// dx.doi.org/10.1590/S0103-90162005000400016.
- Prajapati, H. A. Direct in vitro Regeneration of Curculigo Orchioides Gaertn. An Endangered Anticarcinogenic Herb / HA. Prajapati, R. B. Subramanian, D. H. Patel, S. R. Mehta // Curr. Sci. - 2003. - Vol. 84, № 6. - P. 747-749.
- Sarropoulou, V. Medium Strength in Inorganics and PVP Concentration Effects on Cherry Rootstocks in vitro Rooting / V. Sarropoulou, K. Dimassi-Theriou, I. Therios // Hort. Sci. (Prague). -2015. - Vol. 42, № 4. - P. 185-192. - DOI: https:// dx.doi.org/10.17221/359/2014-HORTSCI.
- Strosse, H Banana Cell and Tissue Culture -Review / H. Strosse, I. Van den Houwe, B. Panis. - 2004. - P. 1-12. - Electronic text data. - Mode of access: https://www. researchgate.net/publication/ 244995411_Banana_cell_and_tissue_culture_-_review. - Title from screen.
- The Effect of Activated Charcoal on Tissue Cultures: Adsorption of Metabolites Inhibiting Morphogenesis / G. Fridborg, M. Pedersen, L. Landstrom [et al.] // Physiol. Plant. - 2006. - Vol. 43, № 2. - P. 104-106. - DOI: https://dx.doi.org/10.1111/ j.1399-3054.1978.tb01575.x.
- The Optimal Sterilizing Compound and Culture Medium in Elaeocarpus grandiflorus L. in vitro Shoot Induction / E. S. Rahayu, T. Widiatningrum, L. Herlina [et al.] // Journal of Physics: Conference Series. - Vol. 1321, № 3. - 032040.
- Thomas D. The Role of Activated Charcoal in Plant Tissue Culture / D. Thomas // Biotechnology Advances. - 2008. - № 26. - P. 618-631.
- Tissue Culture of Forest Trees: Clonal Multiplication of Tectona grandis L. by Tissue Culture / P. K. Gupta, A. L. Nadgir, A. F. Mascarenhas [et al.] // Plant Sci. Lett. - 1980. - Vol. 17. - P. 259-268.
- Toji, A. Application of Mercuric Chloride and Charcoal in Micro-Propagation of Teak (Tectona Grandis) / A. Toji, A. Moham, K. Vikas // Indian Journal of Tropical Biodiversity. - 2015. - Vol. 23, №.2. - P. 157-166.