Состав и метаболический потенциал микробиома кишечника бройлеров Gallus gallus L. Под влиянием кормовых добавок при экспериментальном Т-2 токсикозе

Автор: Йылдырым Е.А., Грозина А.А., Вертипрахов В.Г., Ильина Л.А., Филиппова В.А., Лаптев Г.Ю., Пономарева Е.С., Дубровин А.В., Калиткина К.А., Молотков В.В., Ахматчин Д.А., Бражник Е.А., Новикова Н.И., Тюрина Д.Г.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Экспериментальные микотоксикозы

Статья в выпуске: 4 т.57, 2022 года.

Бесплатный доступ

Микотоксины негативно влияют на состав и функции кишечной микробиоты у сельскохозяйственной птицы и, как следствие, на ее здоровье. Одной из стратегий восстановления микробиома и борьбы с микотоксикозами стало введение добавок в загрязненные корма. В настоящей работе впервые показано, что кормовая добавка Заслон 2+ эффективно улучшает структуру и метаболический потенциал кишечного микробиома у цыплят-бройлеров при экспериментальном Т-2 микотоксикозе. Нашей целью было выявление изменений микробиоты химуса и ее функциональная аннотация после 14-суточного воздействия Т-2 токсина, искусственно внесенного с кормами, и под влиянием кормовой добавки Заслон 2+, применяемой отдельно и в сочетании с протеолитическим препаратом Axtra Pro на фоне экспериментального микотоксикоза. Опыты проводили в 2021 году в виварии Всероссийского научно-исследовательского и технологического института птицеводства на цыплятах-бройлерах кросса Смена 8 (с 33- до 47-суточного возраста). Корм контаминировали Т-2 токсином механическим способом. Птицу разделили на четыре группы по 5 гол. в каждой: I группа (контроль) получала основной рацион (ОР) без введения Т-2 токсина, II группа - ОР с добавлением Т-2 токсина (200 мкг/кг, 2-кратное превышение ПДК), III - ОР с добавлением Т-2 токсина (200 мкг/кг) и кормовую добавку Заслон 2+, состоящую из сорбирующего материала диатомита, двух культур бактерий Bacillus spp., смеси натуральных эфирных масел эвкалипта, чабреца, чеснока и лимона (ООО «БИОТРОФ», Россия) (1 г/кг корма), IV - ОР с добавлением Т-2 токсина (200 мкг/кг), кормовую добавку Заслон 2+ (1 г/кг корма) и ферментный препарат с протеолитической активностью Axtra Pro («DuPont de Nemours, Inc.», США) (100 мг/кг корма). Потребление корма бройлерами составляло в среднем 150 г/сут, то есть птицы опытных групп ежесуточно получали Т-2 токсин с кормом в количестве 30 мкг. В конце эксперимента проводили отбор проб химуса слепых отростков кишечника от трех птиц из каждой группы. Тотальную ДНК из исследуемых образцов выделяли с использованием набора «Genomic DNA Purification Kit» («Fermentas, Inc.», Литва). Бактериальное сообщество слепой кишки оценивали методом NGS-секвенирования на платформе MiSeq («Illumina, Inc.», США) с применением праймеров для V3-V4 региона гена 16S рРНК. Биоинформатический анализ данных выполняли с помощью программного обеспечения QIIME2 ver. 2020.8 (https://docs.qiime2.org/2020.8/). Реконструкцию и прогнозирование функционального содержания метагенома, семейств генов, ферментов осуществляли при помощи программного комплекса PICRUSt2 (v.2.3.0) (https://github.com/picrust/picrust2). Для анализа метаболических путей и ферментов пользовались базой данных MetaCyc (https://metacyc.org/). При проведении NGS-секвенирования микробиома было показано, что в кишечнике у бройлеров из II группы происходили сдвиги в биоразнообразии и составе микробиома уже на уровне филумов: обилие бактерий суперфилума Actinobacteriota и филума Proteobacteria возрастало соответственно в 1,8 и 3,5 раза (р ≤ 0,05), суперфилума Desulfobacterota - напротив, снижалось в 2,2 раза (р ≤ 0,05). У птицы из IV группы с введением в рацион комплекса, включающего кормовую добавку Заслон 2+ и фермент, количество бактерий суперфилума Actinobacteriota и филума Proteobacteria также возрастало по сравнению с I группой (р ≤ 0,05), тогда как в III группе подобных изменений не отмечали. Представители суперфилума Verrucomicrobiota полностью исчезали во II и IV группах, но в I группе присутствовали в значительном количестве - 14,1±0,8 %. У птицы из III группы по сравнению с I группой повышалась численность бактерий рода Lactobacillus (с 15,9±1,32 до 30,7±1,84 %, p ≤ 0,01). Доля микроорганизмов рода Akkermansia , которые были представлены единственным видом A. muciniphila , резко уменьшалась (p ≤ 0,001) во всех группах, получавших Т-2 токсин, вплоть до полного отсутствия во II и IV группах. При загрязнении корма Т-2 токсином во II группе появлялись отсутствовавшие в контроле патогенные микроорганизмы - Enterococcus cecorum , Campylobacter concisus , Campylobacter gracilis , Streptococcus gordonii , Flavonifractor spp. В III и IV группах эти патогены либо отсутствовали, либо были представлены в значительно меньшем количестве, чем во II группе (р ≤ 0,05). Функциональная аннотация микробных сообществ показала, что экспериментальные группы различались (р ≤ 0,05) по 163 прогнозируемым метаболическим путям. При воздействии Т-2 токсина отмечалось усиление (p ≤ 0,05) метаболических путей деградации ароматических соединений (включая ксенобиотики) и аминокислот, а также синтеза коферментов и кофакторов, образования биопленок, клеточных стенок, спор и протекторных веществ в клетках. Применение кормовой добавки Заслон 2+ способствовало модуляции функционального потенциала кишечной микробиоты до уровня контрольной группы, при сочетании кормовой добавки и протеазы положительного эффекта не отмечали.

Еще

Микотоксины, т-2 токсин, бройлеры, микробиом кишечника, экспрессия генов, сельскохозяйственная птица

Короткий адрес: https://sciup.org/142236373

IDR: 142236373   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2022.4.743rus

Список литературы Состав и метаболический потенциал микробиома кишечника бройлеров Gallus gallus L. Под влиянием кормовых добавок при экспериментальном Т-2 токсикозе

  • Zain M.E. Impact of mycotoxins on humans and animals. Journal of Saudi Chemical Society, 2011, 15(2): 129-144 (doi: 10.1016/j.jscs.2010.06.006).
  • Cinar A., Onba§i E. Mycotoxins: the hidden danger in foods. In: Mycotoxins and food safety /S. Sabuncuoglu (ed.). United Kingdom, IntechOpen, 2019: Ch 4 (doi: 10.5772/intechopen.89001).
  • Adhikari M., Negi B., Kaushik N., Adhikari A., Al-Khedhairy A.A., Kaushik N.K., Ha Choi E. T-2 mycotoxin: toxicological effects and decontamination strategies. Oncotarget, 2017, 16(8): 33933-33952 (doi: 10.18632/oncotarget.15422).
  • Kalantari H., Zong M.S., Chang I.-M. Assay of T-2 toxin contamination in domestic and imported agricultural products in Korea. Proc. Jpn. Assoc. Mycotoxicol., 1989, 30: 32-34 (doi: 10.2520/myco1975.1989.30_32).
  • Krska R., Malachova A., Berthiller F., van Egmond H.P. Determination of T-2 and HT-2 toxins in food and feed: An update. World Mycotoxin Journal, 2014, 7(2): 131-142 (doi: 10.3920/WMJ2013.1605).
  • Кононенко Г.П., Буркин А.А., Зотова Е.В. Микотоксикологический мониторинг. Сообщение 3. Кормовая продукция от переработки зернового сырья. Ветеринария сегодня, 2020, 3(34): 213-219 (doi: 10.29326/2304-196X-2020-3-34-213-219).
  • Akande K.E., Abubakar M.M., Adegbola T.A., Bogoro S.E. Nutritional and health implications of mycotoxins in animal feeds: a review. Pakistan Journal of Nutrition, 2006, 5: 398-403 (doi: 10.3923/pjn.2006.398.403).
  • Devreese M., De Backer P., Croubels S. Different methods to counteract mycotoxin production and its impact on animal health. Vlaams Diergeneeskundig Tijdschrift, 2013, 82(4): 181-190 (doi: 10.21825/vdt.v82i4.16695).
  • Pande V.V., Kurkure N.V., Bhandarkar A.G. Effect of T-2 toxin on growth, performance and haematobiochemical alterations in broilers. Indian Journal of Experimental Biology, 2006, 44(1): 86-88.
  • Indresh H.C., Umakantha B. Effects of ochratoxin and T-2 toxin combination on performance, biochemical and immune status of commercial broilers. Veterinary World, 2013, 6(11): 945-949 (doi: 10.14202/vetworld.2013.945-949).
  • Stoev S.D., Diakov L., Koynarski V., Angelov A. Special pathology and diagnostics of mycoses, mycotoxicoses, parasitoses, intoxications and avitaminoses. Publishing House CD Contrast, Stara Zagora, Bulgaria, 2010: 1-239.
  • Turner J.R. Intestinal mucosal barrier function in health and disease. Nature Reviews Immunology, 2009, 9: 799-809 (doi: 10.1038/nri2653).
  • Jing J., Beekmann K., Ringoe E., Rietjens I., Xing F., Fuguo X. Interaction between food-borne mycotoxins and gut microbiota: a review. Food Control, 2021, 126: 107998 (doi: 10.1016/j.food-cont.2021.107998).
  • Lessard M., Savard C., Deschene K., Lauzon K., Pinilla V.A., Gagnon C.A., Lapointe J., Guay F., Chorfi Y. Impact of deoxynivalenol (DON) contaminated feed on intestinal integrity and immune response in swine. Food and Chemical Toxicology, 2015, 80: 7-16 (doi: 10.1016/j.fct.2015.02.013).
  • Meinl W., Sczesny S., Brigelius-Flohe R., Blaut M., Glatt H. Impact of gut microbiota on intestinal and hepatic levels of phase 2 xenobiotic-metabolizing enzymes in the rat. Drug Metabolism and Disposition, 2009, 37(6): 1179-1186 (doi: 10.1124/dmd.108.025916).
  • Guerre P. Mycotoxin and gut microbiota interactions. Toxins, 2020, 12(12): 769 (doi: 10.3390/toxins12120769).
  • Wang C., Wang X., Huang Y., Bu X., Xiao S., Qin C., Qiao F., Qin J.G., Chen L. Effects of dietary T-2 toxin on gut health and gut microbiota composition of the juvenile Chinese mitten crab (Eriocheir sinensis). Fish and Shellfish Immunology, 2020, 106: 574-582 (doi: 10.1016/j.fsi.2020.08.019).
  • Chang J., Wang T., Wang P., Yin Q., Liu C., Zhu Q., Lu F., Gao T. Compound probiotics alleviating aflatoxin B1 and zearalenone toxic effects on broiler production performance and gut microbiota. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2020, 194: 110420 (doi: 10.1016/j.ecoenv.2020.110420).
  • De Souza M., Baptista A.A.S., Valdiviezo M.J., Justino L., Menck-Costa M.F., Ferraz C.R., da Gloria E.M., Verri W.A., Bracarense A.P.F. Lactobacillus spp. reduces morphological changes and oxidative stress induced by deoxynivalenol on the intestine and liver of broilers. Toxicon, 2020, 185: 203-212 (doi: 10.1016/j.toxicon.2020.07.002).
  • Tozaki H., Emi Y., Horisaka E., Fujita T., Yamamoto A., Muranishi S. Degradation of insulin and calcitonin and their protection by various protease inhibitors in rat caecal contents: implications in peptide delivery to the colon. Journal of Pharmacy and Pharmacology, 1997, 49(2): 164168 (doi: 10.1111/j.2042-7158.1997.tb06773.x).
  • Европейская конвенция о защите позвоночных животных, используемых для экспериментов или в иных научных целях (ETS №123). 1986 Режим доступа: https://base.garant.ru/4090914/. Дата обращения: 26.01.2022.
  • Методика проведения научных и производственных исследований по кормлению сельскохозяйственной птицы. Молекулярно-генетические методы определения микрофлоры кишечника /Под ред. В.И. Фисинина. Сергиев Посад, 2013.
  • Douglas G.M., Maffei V.J., Zaneveld J.R., Yurgel S.N., Brown J.R., Taylor C.M., Hut-tenhower C., Langille M.G.I. PICRUSt2 for prediction of metagenome functions. Nature Biotechnology, 2020, 38: 685-688 (doi: 10.1038/s41587-020-0548-6).
  • Tracey K.J., Wei H., Manogue K.R., Fong Y., Hesse D.G., Nguyen H.T., Kuo G.C., Beutler B., Cotran R.S., Cerami A. Cachectin/tumor necrosis factor induces cachexia, anemia, and inflammation. The Journal of Experimental Medicine, 1988, 167(3): 1211-1227 (doi: 10.1084/jem.167.3.1211).
  • Knol J., Scholtens P., Kafka C., Steenbakkers J., Groß S., Helm K., Klarczyk M., Schöpfer H., Böckler H-M., Wells J. Colon microflora in infants fed formula with galacto- and fructo-oligo-saccharides: more like breast-fed infants. Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition, 2005, 40(1): 36-42 (doi: 10.1097/00005176-200501000-00007).
  • de Vrese M., Marteau P.R. Probiotics and prebiotics: effects on diarrhea. The Journal of Nutrition, 2007, 137(3): 803S-811S (doi: 10.1093/jn/137.3.803S).
  • Lourenco J.M., Nunn S.C., Lee E.J., Dove C.R., Callaway T.R., Azain M.J. Effect of supplemental protease on growth performance and excreta microbiome of broiler chicks. Microorganisms, 2020, 8(4): 475 (doi: 10.3390/microorganisms8040475).
  • Dibner J.J., Richards J.D. Antibiotic growth promoters in agriculture history and mode of action. Poultry Science, 2005, 84: 634-643 (doi: 10.1093/ps/84.4.634).
  • Xiao Y., Xiang Y., Zhou W., Chen J., Li K., Yang H. Microbial community mapping in intestinal tract of broiler chicken. Poultry Science, 2017, 96(5): 1387-1393 (doi: 10.3382/ps/pew372).
  • Macfarlane S., Macfarlane G.T. Regulation of short-chain fatty acid production. Proceedings of the Nutrition Society, 2003, 62(1): 67-72 (doi: 10.1079/PNS2002207).
  • Liu L., Li Q., Yang Y., Guo A. Biological function of short-chain fatty acids and its regulation on intestinal health of poultry. Frontiers in Veterinary Science, 2021, 8: 736739 (doi: 10.3389/fvets.2021.736739).
  • Simon P.C., Stovell P.L. Diseases of animals associated with Sphaerophorus necrophorus. Veterinary Bulletin, 1969, 39(5): 311-315.
  • Phillips N.D., La T., Hampson D.J. Survival of intestinal spirochaete strains from chickens in the presence of disinfectants and in faeces held at different temperatures. Avian Pathology, 2003, 32(6): 639-643 (doi: 10.1080/03079450310001610677).
  • Sichert A., Corzett C.H., Schechter M.S., Unfried F., Markert S., Becher D., Fernandez-Guerra A., Liebeke M., Schweder T., Polz M.F., Hehemann J.H. Verrucomicrobia use hundreds of enzymes to digest the algal polysaccharide fucoidan. Nature Microbiology, 2020, 5: 1026-1039 (doi: 10.1038/s41564-020-0720-2).
  • Amit-Romach E., Sklan D., Uni Z. Microflora ecology of the chicken intestine using 16S ribo-somal DNA primers. Poultry Science, 2004, 83(7): 1093-1098 (doi: 10.1093/ps/83.7.1093).
  • Dumonceaux T.J., Hill J.E., Hemmingsen S.M., Van Kessel A.G. Characterization of intestinal microbiota and response to dietary virginiamycin supplementation in the broiler chicken. Applied and Environmental Microbiology, 2006, 72(4): 2815-2823 (doi: 10.1128/AEM.72.4.2815-2823.2006).
  • Ehrmann M.A., Kurzak P., Bauer J., Vogel R.F. Characterization of lactobacilli towards their use as probiotic adjuncts in poultry. Journal of Applied Microbiology, 2002, 92(5): 966-975 (doi: 10.1046/j.1365-2672.2002.01608.x).
  • Botes M., Loos B., van Reenen C.A, Dicks L.M. Adhesion of the probiotic strains Enterococcus mundtii ST4SA and Lactobacillus plantarum 423 to Caco-2 cells under conditions simulating the intestinal tract, and in the presence of antibiotics and anti-inflammatory medicaments. Archives of Microbiology, 2008, 190(5): 573-584 (doi: 10.1007/s00203-008-0408-0).
  • Yang C., Du Y., Ren D., Yang X., Zhao Y. Gut microbiota-dependent catabolites of tryptophan play a predominant role in the protective effects of Turmeric polysaccharides against DSS-induced ulcerative colitis. Food Function, 2021, 12(20): 9793-9807 (doi: 10.1039/D1F001468D).
  • Schönherr-Hellec S., Klein G., Delannoy J., Ferraris L., Friedel I., Rozé J.C., Butel M.J., Aires J. Comparative phenotypic analysis of 'Clostridium neonatale' and Clostridium butyricum isolates from neonates. Anaerobe, 2017, 48: 76-82 (doi: 10.1016/j.anaerobe.2017.07.002).
  • Kong Q., He G.-Q., Jia J.-L., Zhu Q.-L., Ruan H. Oral administration of Clostridium butyricum for modulating gastrointestinal microflora in mice. Current Microbiology, 2011, 62: 512-517 (doi: 10.1007/s00284-010-9737-8).
  • Zhu L., Lu X., Liu L., Voglmeir J., Zhong X., Yu Q. Akkermansia muciniphila protects intestinal mucosa from damage caused by S. pullorum by initiating proliferation of intestinal epithelium. BMC Veterinary Research, 2020, 51(1): 34 (doi: 10.1186/s13567-020-00755-3).
  • Shin N.R., Lee J.C., Lee H.Y., Kim M.S., Whon T.W., Lee M.S., Bae J.W. An increase in the Akkermansia spp. population induced by metformin treatment improves glucose homeostasis in diet-induced obese mice. Gut, 2014, 63(5): 727-735 (doi: 10.1136/gutjnl-2012-303839).
  • Jung A., Chen L.R., Suyemoto M.M., Barnes H.J., Borst L.B. A review of Enterococcus cecorum infection in poultry. Avian Diseases, 2018, 62(3): 261-271 (doi: 10.1637/11825-030618-Review.1).
  • Kaakoush N.O., Mitchell H.M. Campylobacter concisus — a new player in intestinal disease. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology, 2012, 2: 4 (doi: 10.3389/fcimb.2012.00004).
  • Shinha T. Fatal bacteremia caused by Campylobacter gracilis, United States. Emerging Infectious Diseases, 2015, 21(6): 1084-1085 (doi: 10.3201/eid2106.142043).
  • Komorovsky R., Boyarchuk O., Synytska V. Streptococcus gordonii-associated infective endocarditis in a girl with Barlow's mitral valve disease. Cardiology in the Young, 2019, 29(8): 1-2 (doi: 10.1017/S1047951119001434).
  • Berger F.K., Schwab N., Glanemann M., Bohle R.M., Gärtner B., Groesdonk H.V. Flavonifractor (Eubacterium) plautii bloodstream infection following acute cholecystitis. IDCases, 2018, 14: e00461 (doi: 10.1016/j.idcr.2018.e00461).
  • Li Y., Zhang J., Wu Y., Liu G., Song L., Li Y., Yang J., You Y. High-sensitive chemiluminescent immunoassay investigation and application for the detection of T-2 toxin and major metabolite HT-2 toxin. Journal of the Science of Food and Agriculture, 2017, 97(3): 818-822 (doi: 10.1002/jsfa.7801).
  • Direct microbial conversion of biomass to advanced biofuels /M.E. Himmel (ed.). Elsevier, 2015.
  • Reau LA.J., Suen G. The Ruminococci: key symbionts of the gut ecosystem. Journal of Microbiology, 2018, 56(3): 199-208 (doi: 10.1007/s12275-018-8024-4).
  • Eeckhaut V., Machiels K., Perrier C., Romero C., Maes S., Flahou B., Steppe M., Haesebrouck F., Sas B., Ducatelle R., Vermeire S., Van Immerseel F. Butyricicoccus pullicaeco-rum in inflammatory bowel disease. Gut, 2013, 62(12): 1745-1752 (doi: 10.1136/gutjnl-2012-303611).
  • Freier T.A., Beitz D.C., Li L., Hartman P.A. Characterization of Eubacterium coprostanoligenes spp. nov., a cholesterol-reducing anaerobe. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 1994, 44(1): 137-142 (doi: 10.1099/00207713-44-1-137).
  • Rodrigues D.R., Briggs W., Duff A., Chasser K., Murugesan R., Pender C., Ramirez S., Valen-zuela L., Bielke L. Cecal microbiome composition and metabolic function in probiotic treated broilers. PLoS ONE, 2020, 15(6): e0225921 (doi: 10.1371/journal.pone.0225921).
  • Segura-Wang M., Grabner N., Koestelbauer A., Klose V., Ghanbari M. Genome-resolved met-agenomics of the chicken gut microbiome. Frontiers in Microbiology, 2021, 12: 726923 (doi: 10.3389/fmicb.2021.726923).
  • Luengo J.M., Garcia J.L., Olivera E.R. The phenylacetyl-CoA catabolon: a complex catabolic unit with broad biotechnological applications. Molecular Microbiology, 2001, 39(6): 1434-1442 (doi: 10.1046/j.1365-2958.2001.02344.x).
  • Nogales J., Macchi R., Franchi F., Barzaghi D., Fernández C., García J.L., Bertoni G., Díaz E. Characterization of the last step of the aerobic phenylacetic acid degradation pathway. Microbiology, 2007, 153(2): 357-365 (doi: 10.1099/mic.0.2006/002444-0).
  • Teufel R., Mascaraque V., Ismail W., Voss M., Perera J., Eisenreich W., Haehnel W., Fuchs G. Bacterial phenylalanine and phenylacetate catabolic pathway revealed. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2010, 107(32): 14390-14395 (doi: 10.1073/pnas.1005399107).
  • Stephanie L. Collins, Andrew D. Patterson. The gut microbiome: an orchestrator of xenobiotic metabolism. Acta Pharmaceutica Sinica B, 2020, 10(1): 19-32 (doi: 10.1016/j.apsb.2019.12.001).
  • Saheer E.G., Haroun Sh. Pathways of glutamate catabolism in Fusobacterium species. Journal of General Microbiology, 137(5): 1201-1206 (doi: 10.1099/00221287-137-5-1201).
  • Kamran Z., Mirza M.A., Haq A.U., Mahmood S. Effect of decreasing dietary protein levels with optimal amino acids profile on the performance of broilers. Pakistan Veterinary Journal, 2004, 24: 165-168.
  • Huyghebaert G., Ducatelle R., Van Immerseel F. An update on alternative to antimicrobial growth promoter for broilers. Veterinary Journal, 2010, 187(2): 182-188 (doi: 10.1016/j.tvjl.2010.03.003).
  • Dibner J.J., Buttin P. Use of organic acids as a model to study the impact of gut microflora on nutrition and metabolism. Journal of Applied Poultry Research, 2002, 11(4): 453-463 (doi: 10.1093/japr/11.4.453).
  • Dittoe D.K., Ricke S.C., Kiess A.S. Organic acids and potential for modifying the avian gastrointestinal tract and reducing pathogens and disease. Frontiers in Veterinary Science, 2018, 5: 216 (doi: 10.3389/fvets.2018.00216).
  • HorswiU A.R., Escalante-Semerena J.C. In vitro conversion of propionate to pyruvate by Salmonella enterica enzymes: 2-methylcitrate dehydratase (PrpD) and aconitase Enzymes catalyze the conversion of 2-methylcitrate to 2-methylisocitrate. Biochemistry, 2001, 40(15): 4703-4713 (doi: 10.1021/bi015503b).
  • London R.E., Allen D.L., Gabel S.A., DeRose E.F. Carbon-13 nuclear magnetic resonance study of metabolism of propionate by Escherichia coli. Journal of Bacteriology, 1999, 181(11): 3562-3570 (doi: 10.1128/JB.181.11.3562-3570.1999).
  • Stanley N.R., Lazazzera B.A. Environmental signals and regulatory pathways that influence biofilm formation. Molecular Microbiology, 2004, 52(4): 917-924 (doi: 10.1111/j.1365-2958.2004.04036.x).
  • Karatan E., Duncan T.R., Watnick P.I. NspS, a predicted polyamine sensor, mediates activation of Vibrio cholerae biofilm formation by norspermidine. Journal of Bacteriology, 2005, 187(21): 7434-7443 (doi: 10.1128/JB.187.21.7434-7443.2005).
  • Lee J., Sperandio V., Frantz D.E., Longgood J., Camilli A., Phillips M.A., Michael A.J. An alternative polyamine biosynthetic pathway is widespread in bacteria and essential for biofilm formation in Vibrio cholerae. Journal of Biological Chemistry, 2009, 284(15): 9899-9907 (doi: 10.1074/jbc.M900110200).
  • Donlan R.M., Costerton J.W. Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms. Clinical Microbiology Reviews, 2002, 15(2): 167-193 (doi: 10.1128/CMR.15.2.167-193.2002).
  • Lee S., Bergeron H., Lau P.C., Rosazza J.P. Thiols in nitric oxide synthase-containing Nocardia spp. strain NRRL 5646. Applied and Environmental Microbiology, 2007, 73(9): 3095-3097 (doi: 10.1128/AEM.02809-06).
  • Newton G.L., Buchmeier N., Fahey R.C. Biosynthesis and functions of mycothiol, the unique protective thiol of Actinobacteria. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2008, 72(3): 47194 (doi: 10.1128/MMBR.00008-08).
  • Newton G.L., Ta P., Bzymek K.P., Fahey R.C. Biochemistry of the initial steps of mycothiol biosynthesis. Journal of Biological Chemistry, 2006, 281(45): 33910-33920 (doi: 10.1074/jbc.M604724200).
  • Yuan L., Wang M., Zhang X., Wang Z. Effects of protease and non-starch polysaccharide enzyme on performance, digestive function, activity and gene expression of endogenous enzymes of broilers. PLoS ONE, 2017, 12(3): e0173941 (doi: 10.1371/journal.pone.0173941).
  • Walk C.L., Pirgozliev V., Juntunen K., Paloheimo M., Ledoux D.R. Evaluation of novel protease enzymes on growth performance and apparent ileal digestibility of amino acids in poultry: enzyme screening. Poultry Science, 2018, 97(6): 2123-2138 (doi: 10.3382/ps/pey080).
  • Mahagna M., Nir I., Larbier M., Nitsan Z. Effect of age and exogenous amylase and protease on development of the digestive tract, pancreatic enzyme activities and digestibility of nutrients in young meat-type chicks. Reprod. Nutr. Dev., 1995, 35(2): 201-212 (doi: 10.1051/rnd:19950208).
Еще
Статья научная