Сперма хряков: особенности и способы хранения (обзор)

Автор: Максимова М.А., Племяшов К.В., Корочкина Е.А.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Обзоры, проблемы

Статья в выпуске: 4 т.59, 2024 года.

Бесплатный доступ

Свиноводство - крупная и постоянно развивающаяся сельскохозяйственная отрасль, поскольку свиньи обладают высокой плодовитостью, мясной продуктивностью, скороспелостью и при этом всеядны. Динамичному развитию свиноводства способствует искусственное осеменение свиноматок, использование которого в большинстве стран мира составляет 90 % (D. Waberski с соавт., 2019). Искусственное осеменение играет важную роль в сохранении генетического материала и повышении продуктивности в отрасли (R.V. Knox, 2016). В связи с этим целесообразно использовать хряков с высокой фертильностью и криорезистентностью спермы. Сперма хряков имеет ряд видовых особенностей. Средний объем эякулята у хряка составляет 100-150 мл, что связано с более развитыми придаточными половыми железами, чем у других животных (С.Г. Смолин, 2023). Объем эякулята зависит от породы, возраста животных и сезона года. Кроме того, существует взаимосвязь между объемом эякулята и морфологией сперматозоидов. Так, сперматозоиды в эякулятах меньшего объема имеют головки большей длины и ширины (K. Górski с соавт., 2017). Важная особенность спермы хряков - низкая устойчивость к замораживанию, что связано с выраженной концентрацией фосфолипидов и, напротив, низкой концентрацией холестерина в плазматической мембране сперматозоидов (Y. Wang с соавт., 2021). Во время криоконсервации сперматозоиды подвергаются осмотическому стрессу и дегидратации, в сперме накапливаются активные формы кислорода и азота, что приводит к резкому снижению подвижности и жизнеспособности сперматозоидов после оттаивания. В связи с этим сперму хряков оптимально хранить при температуре от 17 до 25 ℃ не более 120 ч (H. Henning с соавт., 2022). При выборе протокола замораживания спермы (с наличием семенной плазмы или без нее) необходимо учитывать состав семенной плазмы, а также условия центрифугирования и замораживания. Так, при центрифугировании в режиме 2400 об/мин в течение 3 мин сперматозоиды повреждаются в меньшей степени и, как следствие, более устойчивы к холоду (K. Wasilewska с соавт., 2017). Использование разбавителей Androhep («Minitube», Германия) или Cryoguard («Minitube», Германия) способствует лучшей сохранности сперматозоидов при криоконсервации (A. Dziekońska с соавт., 2015; A. De Andrade c соавт., 2022). Для улучшения сохранности в сперму добавляют пентаизомальтозу (O. Simonik с соавт., 2022), трегалозу (R. Athurupana с соавт., 2015), апегенин (Y. Pei с соавт., 2018), ресвератрол (K. Kaeoket с соавт., 2023). Время охлаждения перед криоконсервацией влияет на сохранность сперматозоидов. Оптимальными протоколами охлаждения спермы перед заморозкой считаются 2-4 ч при 5 °С (J. Shäfer с соавт., 2017), а также 24 ч при 17 °С (M.A. Torres с соавт., 2019). Успешность криоконсервации во многом определяется протоколом замораживания, которое может быть ручным и автоматизированным. Оптимальный протокол ручной заморозки спермы - горизонтальное размещение соломинок со спермой на 4 см выше уровня жидкого азота на 20 мин с дальнейшим погружением в жидкий азот (V. Khophloiklang с соавт., 2023), а также на 2 и 5 см соответственно на 15 и 20 мин (S. Bang с соавт., 2022; S.L. Soares с соавт., 2020). При автоматической заморозке спермы снижается количество свободных радикалов и перекисное окисление липидов, что отражается на сохранении подвижности сперматозоидов после оттаивания. Оптимальным протоколом автоматической заморозки спермы считается снижение температуры от 5 до -5 °C и далее со скоростью -39,80 °С·мин-1 в течение 113 с. После этого сперму выдерживают при -80 °C в течение 30 с и замораживают со скоростью -60 °С·мин-1 в течение 70 с для того, чтобы температура снизилась до -150 °C. В настоящее время разработано несколько протоколов оттаивания спермы хряков: 8 с при 60 °C (Z. Zhu с соавт., 2022), 8 с при 70 °C (R.A. Gonzalez-Castro с соавт., 2022), 25 с при 37,5 °C (R. Osman с соавт., 2023). Для снижения степени апоптоза и количества активных форм кислорода сперму после оттаивания рекомендуется хранить при 17 °C (J. Li с соавт., 2023). Таким образом, принимая во внимание видовые особенности спермы хряков, необходимо строгое соблюдение протоколов предподготовки и глубокой заморозки спермы. Эффективность использования криоконсервированной спермы при искусственном осеменении свиноматок будет также зависеть от соблюдения протоколов оттаивания и последующего кратковременного хранения этого генетического материала.

Еще

Хряки, сперма, криоконсервация, хранение спермы

Короткий адрес: https://sciup.org/142243765

IDR: 142243765   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2024.4.721rus

Список литературы Сперма хряков: особенности и способы хранения (обзор)

  • Maes D.G.D., Dewulf J., Piñeiro C., Edwards S.A., Kyriazakis I. A critical reflection on intensive pork production with an emphasis on animal health and welfare. Journal of Animal Science, 2019, 98(Suppl_1): S15-S26 (doi: 10.1093/jas/skz362).
  • Полковникова В.И. Свиноводство. Уч. пос. Пермь, 2022.
  • Li P.-H., Ma X., Zhang Y.-Q., Zhang Q., Huang R.-H. Progress in the physiological and genetic mechanisms underlying the high prolificacy of the Erhualian pig. Yi Chuan, 2017, 39(11): 1016-1024 (doi: 10.16288/j.yczz.17-119).
  • Бажов Г.М. Интенсивное свиноводство. СПб, 2022.
  • Brunberg E.I., Rodenburg T.B., Rydhmer L., Kjaer J.B., Jensen P., Keeling L.J. Omnivores going astray: a review and new synthesis of abnormal behavior in pigs and laying hens. Frontiers in Veterinary Science, 2016, 3: 57 (doi: 10.3389/fvets.2016.00057).
  • Комлацкий В.И., Величко Л.Ф. Селекция свиней: уч. пос. Краснодар, 2019.
  • Paixão G., Esteves A., Carolino N., Dos Anjos Pires M., Payan-Carreira R. Evaluation of gonadal macroscopic and microscopic morphometry reveals precocious puberty in Bísaro pig. Reproduction in Domestic Animals, 2020, 55(12): 1706-1713 (doi: 10.1111/rda.13827).
  • Jang A., Kim H.-J., Kim D., Kim J., Lee S.-K. Effects of doneness on the microbial, nutritional, and quality properties of pork steak of different thicknesses. Food Science of Animal Resources, 2019, 39(5): 756-787 (doi: 10.5851/kosfa.2019.e63).
  • Никитина Е.С., Козлова Е.И. Оценка современного состояния свиноводства в России. Сб. науч. тр. 6-й Межд. молодежной науч. конф. «Юность и знание – гарантия успеха-2019». Курск, 2019, вып. 4: 200-207.
  • Кузьмина Т.Н., Кузьмин В.Н. Современное состояние свиноводства. Техника и технологии в животноводстве, 2022, 3(47): 53-58.
  • Плаксин И.Е., Плаксин С.И., Трифанов А.В. Тенденции и перспективы развития свиноводства в России. АгроЭкоИнженерия, 2022, 1(110): 155-168.
  • Waberski D., Riesenbeck A., Schulze M., Weitze K.F., Johnson L. Application of preserved boar semen for artificial insemination: past, present and future challenges. Theriogenology, 2019, 137: 2-7 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2019.05.030).
  • Бородулина И.В. Техника искусственного осеменения свиноматок в условиях свиноводческого комплекса «АгроЭлита». Сельскохозяйственный журнал, 2016, 9.
  • Некрасова Л.В., Величко В.А. Эффективность использования постцервикального искусственного осеменения свиней в АО «Нива» Белоглинского района. Сб. статей по материалам 78-й науч.-практ. конф. «Научное обеспечение агропромышленного комплекса». Краснодар, 2023: 822-824.
  • Knox R.V. Artificial insemination in pigs today. Theriogenology, 2016, 85(1): 83-93 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2015.07.009).
  • Mellagi A.P.G., Will K.J., Quirino M., Bustamante-Filho I.C., da R. Ulguim R., Bortolozzo F.P. Update on artificial insemination: semen, techniques, and sow fertility. Molecular Reproduction and Development, 2023, 90(7): 601-611 (doi: 10.1002/mrd.23643).
  • Yánez-Ortiz I., Catalán J., Rodríguez-Gil J.E., Miró J., Yeste M. Advances in sperm cryopreservation in farm animals: cattle, horse, pig and sheep. Animal Reproduction Science, 2022, 246: 106904 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2021.106904).
  • Jochems R., Gaustad A.H., Zak L.J., Grindflek E., Zeremichael T.T., Oskam I.C., Myromslien F.D., Kommisrud E., Krogenæs A.K. Effect of two ‘progressively motile sperm-oocyte’ ratios on porcine in vitro fertilization and embryo development. Zygote, 2022, 30(4): 543-549 (doi: 10.1017/S0967199422000053).
  • Jin H., Choi W., Matsumura K., Hyon S.H., Gen Y., Hayashi M., Kawabata T., Ijiri M., Miyoshi K. Cryopreservation of pig spermatozoa using carboxylated poly-L-lysine as cryoprotectant. Journal of Reproduction and Development, 2022, 68(5): 312-317 (doi: 10.1262/jrd.2022-058).
  • Fraser L., Zasiadczyk Ł., Strzeżek J., Strzeżek R., Karpiesiuk K. Freezability and fertility of frozen-thawed boar semen supplemented with ostrich egg yolk lipoproteins. Polish Journal of Veterinary Sciences, 21(2): 255-263 (doi: 10.24425/119046).
  • Kalwar Q., Chu M., Korejo R.A., Soomro H., Yan P. Cryopreservation of yak semen: a comprehensive review. Animals, 2022, 12(24): 3451 (doi: 10.3390/ani12243451).
  • Park Y.-J., Kwon K.-J., Song W.-H., Pang W.-K., Ryu D.-Y., Saidur Rahman M., Pang M.-G. New technique of sex preselection for increasing female ratio in boar sperm model. Reproduction in Domestic Animals, 2021, 56(2): 333-341 (doi: 10.1111/rda.13870).
  • Park Y.-J., Shin D.-H., Pang W.-K., Ryu D.-Y., Rahman M.S., Adegoke E.O., Pang M.-G. Short-term storage of semen samples in acidic extender increases the proportion of females in pigs. BMC Veterinary Research, 2021, 17(1): 362 (doi: 10.1186/s12917-021-03078-3).
  • Staub C., Johnson L. Review: Spermatogenesis in the bull. Animal, 2018, 12(Suppl. 1): 27-35 (doi: 10.1017/S1751731118000435).
  • Полянцев Н.И., Афанасьев А.И. Акушерство, гинекология и биотехника размножения животных. СПб, 2022.
  • Barrachina F., Battistone M.A., Castillo J., Mallofré C., Jodar M., Breton S., Oliva R. Sperm acquire epididymis-derived proteins through epididymosomes. Human Reproduction, 2022, 37(4): 651-668 (doi: 10.1093/humrep/deac015).
  • Sullivan R. Epididymosomes: a heterogeneous population of microvesicles with multiple functions in sperm maturation and storage. AsianJournalofAndrology, 2015, 17(5): 726-729 (doi: 10.4103/1008-682X.155255).
  • Дюльгер Г.П. Физиология и биотехника размножения животных. СПб, 2023.
  • Скрипкин В.С., Писаренко Н.А., Белугин Н.В., Квочко А.Н., Медведева Е.П. Анатомо-физиологические особенности репродуктивных органов животных. Ставрополь, 2023.
  • Смолин С.Г. Физиология и этология животных: уч. пос. для вузов. СПб, 2023.
  • Zasiadczyk L., Fraser L., Kordan W., Wasilewska K. Individual and seasonal variations in the quality of fractionated boar ejaculates. Theriogenology, 2015, 83(8): 1287-1303 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2015.01.015).
  • Fraser L., Strzeżek J., Filipowicz K., Mogielnicka-Brzozowska M., Zasiadczyk L. Age and seasonal-dependent variations in the biochemical composition of boar semen. Theriogenology, 2016, 86(3): 806-816 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2016.02.035).
  • Гусева Т.Ю., Казаков Д.С. Биотехнология в животноводстве. Караваево, 2021.
  • Górski K., Kondracki S., Wysokińska A. Ejaculate traits and sperm morphology depending on ejaculate volume in Duroc boars. Journal of Veterinary Research, 2017, 61(1): 121-125 (doi: 10.1515/jvetres-2017-0015).
  • Barquero V., Roldan E.R.S., Soler C., Yániz J.L., Camacho M., Valverde A. Predictive capacity of boar sperm morphometry and morphometric sub-populations on reproductive success after artificial insemination. Animals, 2021, 11(4): 920 (doi: 10.3390/ani11040920).
  • Czubaszek M., Andraszek K., Banaszewska D., Walczak-Jędrzejowska R. The effect of the staining technique on morphological and morphometric parameters of boar sperm. PLoS ONE, 2019, 14(3): e0214243 (doi: 10.1371/journal.pone.0214243).
  • Szablicka D., Wysokińska A., Pawlak A., Roman K. Morphometry of boar spermatozoa in semen stored at 17 °C—the influence of the staining technique. Animals, 2022, 12(15): 1888 (doi: 10.3390/ani12151888).
  • Kondracki S.T., Wysokińska A., Kania M., Górski K. Application of two staining methods for sperm morphometric evaluation in domestic pigs. Journal of Veterinary Research, 2017, 61(3): 345-349 (doi: 10.1515/jvetres-2017-0045).
  • Farias L.B., da Cunha Barreto-Vianna A.R., de Mello M.D., Dos Santos A.L., da Fonte Ramos C., Fontoura P. Comparison of diff-quick and spermac staining methods for sperm morphology evaluation. Journal of Reproduction & Infertility, 2023, 24(3): 166-170 (doi: 10.18502/jri.v24i3.13272).
  • Iglesias-Reyes A., Guevara-González J., López-Díaz O., Guerra-Liera J., Huerta-Crispín R., Sánchez-Sánchez R., Córdova-Izquierdo A. Evaluation of the modified Giemsa staining technique in the acrosomal evaluation of mammalian sperm. Abanicoveterinario, 2019, 9 (doi: 10.21929/abavet2019.927).
  • Górski K., Kondracki S., Iwanina M., Kordan W., Fraser L. Effects of breed and ejaculate volume on sperm morphology and semen parameters of boars. Animal Science Journal, 2021, 92(1): e13629 (doi: 10.1111/asj.13629).
  • Зайченко Н., Дубаларь А., Федоров Н. Современные тенденции в консервации семенного материала. Мат. конф. «Интеграция через исследования и инновации». Молдова, 2017: 107-111.
  • Wang Y., Zhou Y., Ali M.A., Zhang J., Wang W., Huang Y., Luo B., Zhang H., Qin Z., Zhang Y., Zhang M., Zhou G., Zeng C. Comparative analysis of piRNA profiles helps to elucidate cryoinjury between giant panda and boar sperm during cryopreservation. Frontiers in Veterinary Science, 2021, 8: 635013 (doi: 10.3389/fvets.2021.635013).
  • Sieme H., Oldenhof H., Wolkers W.F. Sperm membrane behaviour during cooling and cryopreservation. Reproduction in Domestic Animals,2015, 50(S3): 20-26 (doi: 10.1111/rda.12594).
  • Ezzati M., Shanehbandi D., Hamdi K., Rahbar S., Pashaiasl M. Influence of cryopreservation on structure and function of mammalian spermatozoa: an overview. Cell and Tissue Banking, 2020, 21(1): 1-15 (doi: 10.1007/s10561-019-09797-0).
  • Pezo F., Yeste M., Zambrano F., Uribe P., Risopatrón J., Sánchez R. Antioxidants and their effect on the oxidative/nitrosative stress of frozen-thawed boar sperm. Cryobiology, 2021, 98: 5-11 (doi: 10.1016/j.cryobiol.2020.11.007).
  • Peris-Frau P., Soler A.J., Iniesta-Cuerda M., Martín-Maestro A., Sánchez-Ajofrín I., Medina-Chávez D.A., Fernández-Santos M.R., García-Álvarez O., Maroto-Morales A., Montoro V., Garde J.J. Sperm cryodamage in ruminants: understanding the molecular changes induced by the cryopreservation process to optimize sperm quality. Int. J. Mol. Sci., 2020, 21(8): 2781 (doi: 10.3390/ijms21082781).
  • He B., Guo H., Gong Y., Zhao R. Lipopolysaccharide-induced mitochondrial dysfunction in boar sperm is mediated by activation of oxidative phosphorylation. Theriogenology, 2017, 87: 1-8 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2016.07.030).
  • Li R., Wu X., Zhu Z., Lv Y., Zheng Y., Lu H., Zhou K., Wu D., Zeng W., Dong W., Zhang T. Polyamines protect boar sperm from oxidative stress in vitro. Journal of Animal Science, 2022, 100(4): skac069 (doi: 10.1093/jas/skac069).
  • Li J., Wang H., Guo M., Li T., Zhang H., Zhang Q., Wang Q., Song Y., Feng H., Wei G. Exogenous spermidine effectively improves the quality of cryopreserved boar sperm. Animal Science Journal, 2023, 94(1): e13859 (doi: 10.1111/asj.13859).
  • Комбарова Н.А., Ескин Г.В., Абилов А.И., Корнеенко-Жиляев Ю.А., Виноградов В.Н., Галанкина А.А. Оптимальный режим оттаивания криоконсервированной спермы голштинских быков-производителей. Сельскохозяйственнаябиология, 2018, 53(6): 1219-1229 (doi: 10.15389/agrobiology.2018.6.1219rus).
  • Ткачев А.В. Эффективность замораживания спермы хряков в зависимости от времени эквилибрации при охлаждении. Ветеринария и кормление, 2019, 4: 25-26.
  • Li J., Parrilla I., Ortega M.D., Martinez E.A., Rodriguez-Martinez H., Roca J. Post-thaw boar sperm motility is affected by prolonged storage of sperm in liquid nitrogen. A retrospective study. Cryobiology, 2018, 80: 119-125 (doi: 10.1016/j.cryobiol.2017.11.004).
  • Chrenek P., Spaleková E., Olexikova L., Makarevich A., Kubovicova E. Quality of Pinzgau bull spermatozoa following different periods of cryostorage. Zygote, 2017, 25(2): 215-221 (doi: 10.1017/S0967199417000077).
  • Zhang Y., Yuan W., Liu Y., Liu Y., Liang H., Xu Q., Liu Z., Weng X. Plasma membrane lipid composition and metabolomics analysis of Yorkshire boar sperms with high and low resistance to cryopreservation. Theriogenology, 2023, 206: 28-39 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2023.04.016).
  • Shan S., Xu F., Hirschfeld M., Brenig B. Sperm lipid markers of male fertility in mammals. International Journal of Molecular Sciences, 2021, 22(16): 8767 (doi: 10.3390/ijms22168767).
  • Gautier C., Aurich C. “Fine feathers make fine birds” — The mammalian sperm plasma membrane lipid composition and effects on assisted reproduction. Animal Reproduction Science, 2022, 246: 106884 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2021.106884).
  • de las Mercedes Carro M., Peñalva D.A., Antollini S.S., Hozbor F.A., Buschiazzo J. Cholesterol and desmosterol incorporation into ram sperm membrane before cryopreservation: effects on membrane biophysical properties and sperm quality. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) — Biomembranes, 2020, 1862(9): 183357 (doi: 10.1016/j.bbamem.2020.183357).
  • Guimarães D.B., Barros T.B., van Tilburg M.F., Martins J.A.M., Moura A.A., Moreno F.B., Monteiro-Moreira A.C., Moreira R.A., Toniolli R. Sperm membrane proteins associated with the boar semen cryopreservation. Animal Reproduction Science, 2017, 183: 27-38 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2017.06.005).
  • Henning H., Nguyen Q.T, Wallner U., Waberski D. Temperature limits for storage of extended boar semen from the perspective of the sperm's energy status. Frontiers in Veterinary Science, 2022, 9: 953021 (doi: 10.3389/fvets.2022.953021).
  • Yeste M. Recent advances in boar sperm cryopreservation: state of the art and current perspectives. Reproduction in Domestic Animals, 2015, 50(S2): 71-79 (doi: 10.1111/rda.12569).
  • Ibănescu I., Leiding C., Bollwein H. Cluster analysis reveals seasonal variation of sperm subpopulations in extended boar semen. Journal of Reproduction and Development, 2018, 64(1): 33-39 (doi: 10.1262/jrd.2017-083).
  • Martín-Hidalgo D., Macías-García B., García-Marín L.J., Bragado M.J., González-Fernández L. Boar spermatozoa proteomic profile varies in sperm collected during the summer and winter. Animal Reproduction Science, 2020, 219: 106513 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2020.106513).
  • Parrilla I., Perez-Patiño C., Li J., Barranco I., Padilla L., Rodriguez-Martinez H., Martinez E.A., Roca J. Boar semen proteomics and sperm preservation. Theriogenology, 2019, 137: 23-29 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2019.05.033).
  • Shiomi H.H., Pinho R.O., Lima D., Siqueira J.B., Santos M., Costa E.V., Lopes P.S., Guimarães S., Guimarães J.D. Cryopreservation of Piau-breed wild boar sperm: assessment of cooling curves and centrifugation regimes. Reproduction in Domestic Animals, 2015, 50(4): 545-553 (doi: 10.1111/rda.12520).
  • Chakravarty H., Sinha S., Borpujari D., Deka B.C., Biswas R.K., Dutta M., Borah B. Effect of centrifugation regime on cryopreservation of Beetal buck semen. Indian Journal of Animal Research, 2023, 57(2): 178-183 (doi: 10.18805/IJAR.B-4959).
  • Nongbua T., Johannisson A., Edman A., Morrell J.M. Effects of single layer centrifugation (SLC) on bull spermatozoa prior to freezing on post-thaw semen characteristics. Reproduction in Domestic Animals, 2017, 52(4): 596-602 (doi: 10.1111/rda.12954).
  • Andrade A.F.C., Knox R.V., Torres M.A., Pavaneli A.P.P. What is the relevance of seminal plasma from a functional and preservation perspective? Animal Reproduction Science, 2022, 246: 106946 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2022.106946).
  • Fraser L., Wasilewska-Sakowska K., Zasiadczyk Ł., Piątkowska E., Karpiesiuk K. Fractionated seminal plasma of boar ejaculates analyzed by LC-MS/MS: its effects on post-thaw semen quality. Genes, 2021, 12(10): 1574 (doi: 10.3390/genes12101574).
  • Luongo C., Llamas-López P.J., Hernández-Caravaca I., Matás C., García-Vázquez F.A. Should all fractions of the boar ejaculate be prepared for insemination rather than using the sperm rich only? Biology, 2022, 11(2): 210 (doi: 10.3390/biology11020210).
  • Pavaneli A.P.P., Passarelli M.D.S., de Freitas F.V., Ravagnani G.M., Torres M.A., Martins S.M.M.K., Yeste M., de Andrade A.F.C. Removal of seminal plasma prior to liquid storage of boar spermatozoa: A practice that can improve their fertilizing ability. Theriogenology, 2019, 125: 79-86 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2018.10.020).
  • Li J., Roca J., Pérez-Patiño C., Barranco I., Martinez E.A., Rodriguez-Martinez H., Parrilla I. Is boar sperm freezability more intrinsically linked to spermatozoa than to the surrounding seminal plasma? Animal Reproduction Science, 2018, 195: 30-37 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2018.05.002).
  • Li J., Barranco I., Tvarijonaviciute A., Molina M.F., Martinez E.A., Rodriguez-Martinez H., Parrilla I., Roca J. Seminal plasma antioxidants are directly involved in boar sperm cryotolerance. Theriogenology, 2018, 107: 27-35 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2017.10.035).
  • Wasilewska-Sakowska K., Zasiadczyk Ł., Fraser L., Strzeżek J., Karpiesiuk K. Effect of post-thaw supplementation of fractionated seminal plasma on survival of boar spermatozoa. Polish Journal of Veterinary Sciences, 2019, 22(3): 617-625 (doi: 10.24425/pjvs.2019.129972).
  • Wasilewska K., Fraser L. Boar variability in sperm cryo-tolerance after cooling of semen in different long-term extenders at various temperatures. Animal Reproduction Science, 2017, 185: 161-173 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2017.08.016).
  • Авдеенко В.С., Федотов С.В. Ветеринарная андрология: уч. пос. СПб, 2022.
  • Богданович Д.М. Синтетическая среда для длительного хранения разбавленных эякулятов хряков. Мат. Межд. науч.-практ. конф. «Перспективы устойчивого развития аграрно-пищевых систем на основе рационального использования региональных генетических и сырьевых ресурсов». Волгоград, 2023: 14-19.
  • Суббот О.И. Качество разбавителей и биологическая полноценность спермы хряков. Зоотехническая наука Беларуси, 2021, 56(1): 88-94.
  • Богданович Д.М., Гливанская О.И. Качество спермы хряков при использовании усовершенствованной ГХЦС-среды и разбавителей зарубежного производства. Мат. Межд. науч.-практ. конф. «Актуальные направления инновационного развития животноводства и современных технологийпродуктов питания, медицины и техники». Пос. Персиановский, 2017: 6-11.
  • De Andrade A., Grossfeld R., Knox R.V. In vitro effects of two different commercial freezing and thawing extenders on boar sperm quality. Animal Reproduction Science, 2022, 236: 106906 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2021.106906).
  • Dziekońska A., Zasiadczyk Ł., Lecewicz M., Strzeżek R., Koziorowska-Gilun M., Fraser L., Mogielnicka-Brzozowska M., Kordan W. Effects of storage in different semen extenders on the pre-freezing and post-thawing quality of boar spermatozoa. Polish Journal of Veterinary Sciences, 2015, 18(4): 733-740 (doi: 10.1515/pjvs-2015-0095).
  • Dong R., Luo L., Liu X., Yu G. Effects of riboflavin on boar sperm motility, sperm quality, enzyme activity and antioxidant status during cryopreservation. Veterinary Medicine and Science, 2022, 8(4): 1509-1518 (doi: 10.1002/vms3.833).
  • Simonik O., Bubenickova F., Tumova L., Frolikova M., Sur V.P., Beran J., Havlikova K., Hackerova L., Spevakova D., Komrskova K., Postlerova P. Boar sperm cryopreservation improvement using semen extender modification by dextran and pentaisomaltose. Animals, 2022, 12(7): 868 (doi: 10.3390/ani12070868).
  • Athurupana R., Takahashi D., Ioki S., Funahashi H. Trehalose in glycerol-free freezing extender enhances post-thaw survival of boar spermatozoa. Journal of Reproduction and Development, 2015, 61(3): 205-210 (doi: 10.1262/jrd.2014-152).
  • Pei Y., Yang L., Wu L., He H., Geng G., Xu D., Chen H., Li Q. Combined effect of apigenin and ferulic acid on frozen-thawed boar sperm quality. Animal Science Journal, 2018, 89(7): 956-965 (doi: 10.1111/asj.13009).
  • Namula Z., Tanihara F., Wittayarat M., Hirata M., Nguyen N.T., Hirano T., Le Q.A., Nii M., Otoi T. Effects of Tris (hydroxymethyl) aminomethane on the quality of frozen-thawed boar spermatozoa. Acta VeterinariaHungarica, 2019, 67(1): 106-114 (doi: 10.1556/004.2019.012).
  • Kaeoket K., Chanapiwat P. The beneficial effect of resveratrol on the quality of frozen-thawed boar sperm. Animals, 2023, 13(18): 2829 (doi: 10.3390/ani13182829).
  • Wasilewska K., Zasiadczyk Ł., Fraser L., Mogielnicka-Brzozowska M., Kordan W. The benefits of cooling boar semen in long-term extenders prior to cryopreservation on sperm quality characteristics. Reproduction in Domestic Animals, 2016, 51(5): 781-788 (doi: 10.1111/rda.12751).
  • Torres M.A., Monteiro M.S., Passarelli M.S., Papa F.O., Dell'Aqua J.A. Jr., Alvarenga M.A., Martins S.M.M.K., de Andrade A.F.C. The ideal holding time for boar semen is 24 h at 17 °C prior to short-cryopreservation protocols. Cryobiology, 2019, 86: 58-64 (doi: 10.1016/j.cryobiol.2018.12.004).
  • Schäfer J., Waberski D., Jung M., Schulze M. Impact of holding and equilibration time on post-thaw quality of shipped boar semen. Animal Reproduction Science, 2017, 187: 109-115 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2017.10.014).
  • da Silva Passarelli M., Pinoti Pavaneli A.P., Mouro Ravagnani G., Pasini Martins M., Pedrosa A.C., Massami Kitamura Martins S.M., de Alcântra Rocha N.R., Bittar Rigo V.H., Yasui G., Yeste M., de Andrade A.F.C. Effects of different equilibration times at 5 °C on boar sperm cryotolerance. Animal Reproduction Science, 2020, 219: 106547 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2020.106547).
  • Khophloiklang V., Chanapiwat P., Aunpad R., Kaeoket K. Palm kernel meal protein hydrolysates enhance post-thawed boar sperm quality. Animals, 2023, 13(19): 3040 (doi: 10.3390/ani13193040).
  • Bang S., Tanga B.M., Fang X., Seong G., Saadeldin I.M., Qamar A.Y., Lee S., Kim K.J., Park Y.J., Nabeel A.H.T., Yu I.J., Cooray A., Lee K.P., Cho J. Cryopreservation of pig semen using a quercetin-supplemented freezing extender. Life, 2022, 12(8): 1155 (doi: 10.3390/life12081155).
  • Soares S.L., Anciuti A.N., Dias L., Corcini C.D., Varela A.S. Jr., Komninou E.R., Tebaldi M.L., Marques M.G., Fonseca F.N., Lucia T. Jr. Safety assessment of poly(N-vinylcaprolactam) as a potential drug carrier in extenders for boar sperm cryopreservation. Toxicology in Vitro, 65: 104766 (doi: 10.1016/j.tiv.2020.104766).
  • Philippe M.G., Quirino M., Schuch M., Schultz C., Vieira A.D., Mondadori R.G., Lucia T.Jr., Moreira F., Peripolli V., Marques M.G., Bianchi I. Use of a one-step freezing protocol for boar sperm with distinct cryoprotectants. Animal Reproduction, 2024, 54(1) (doi: 10.1590/0103-8478cr20220090).
  • Albal M.S., Aquilina M.C., Zak L.J., Ellis P.J., Griffin D.K. Successful recovery of motile and viable boar sperm after vitrification with different methods (pearls and mini straws) using sucrose as a cryoprotectant. Cryobiology, 2023, 113: 104583 (doi: 10.1016/j.cryobiol.2023.104583).
  • Pezo F., Zambrano F., Uribe P., de Andrade A.F.C., Sánchez R. Slow freezing of preserved boar sperm: comparison of conventional and automated techniques on post-thaw functional quality by a new combination of sperm function tests. Animals, 2023, 13(18): 2826 (doi: 10.3390/ani13182826).
  • Rocha L.G.P., Zangeronimo M.G., Murgas L.D.S., Oberlender G., Pereira L.J., Pereira B.A., Chaves B.R., Silva D.M. Evaluation of two different boar semen freezing protocols and their effects on semen quality after thawing. Animal Reproduction, 2015, 12(4): 871-875.
  • Caamaño J.N., Tamargo C., Parrilla I., Martínez-Pastor F., Padilla L., Salman A., Fueyo C., Fernández Á., Merino M.J., Iglesias T., Merino M.J., Iglesias T., Hidalgo C.O. Post-thaw sperm quality and functionality in the autochthonous pig breed Gochu Asturcelta. Animals, 2021, 11(7): 1885 (doi: 10.3390/ani11071885).
  • Knox R.V., Ringwelski J.M., McNamara K.A., Aardsma M., Bojko M. The effect of extender, method of thawing, and duration of storage on in vitro fertility measures of frozen-thawed boar sperm. Theriogenology, 2015, 84(3): 407-412 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2015.03.029).
  • Thema M.A., Mphaphathi M.L., Ledwaba M.R., Nedambale T.L. Sperm cryopreservation in Windsnyer boars; principles, technique, and updated outcomes. Animal Reproduction, 2023, 20(3): e20220100 (doi: 10.1590/1984-3143-AR2022-0100).
  • Tomás-Almenar C., de Mercado E. Optimization of the thawing protocol for Iberian boar sperm. Animals, 2022, 12(19): 2600 (doi: 10.3390/ani12192600).
  • Zhu Z., Zhang W., Li R., Zeng W. Reducing the glucose level in pre-treatment solution improves post-thaw boar sperm quality. Frontiers in Veterinary Science, 2022, 9 (doi: 10.3389/fvets.2022.856536).
  • Gonzalez-Castro R.A., Peña F.J., Herickhoff L.A. Validation of a new multiparametric protocol to assess viability, acrosome integrity and mitochondrial activity in cooled and frozen thawed boar spermatozoa. Clinical Cytometry,102(5): 400-408 (doi: 10.1002/cyto.b.22058).
  • Osman R., Lee S., Almubarak A., Han J.-I., Yu I.-J., Jeon Y. Antioxidant effects of myo-inositol improve the function and fertility of cryopreserved boar semen. Antioxidants, 2023, 12(9): 1673 (doi: 10.3390/antiox12091673 ).
  • Ledwaba M.R., Mphaphathi M.L., Thema M.A., Pilane C.M., Nedambale T.L. Investigation of the efficacy of dithiothreitol and glutathione on in vitro fertilization of cryopreserved large white boar semen. Animals, 2022, 12(9): 1137 (doi: 10.3390/ani12091137).
  • Fernández-Gago R., Álvarez-Rodríguez M., Alonso M.E., González J.R., Alegre B., Domínguez J.C., Martínez-Pastor F. Thawing boar semen in the presence of seminal plasma improves motility, modifies subpopulation patterns and reduces chromatin alterations. Reproduction, Fertility and Development, 2017, 29(8): 1576-1584 (doi: 10.1071/RD15530).
  • Li J., Li J., Wang S., Ju H., Chen S., Basioura A., Ferreira-Dias G., Liu Z., Zhu J. Post-thaw storage temperature influenced boar sperm quality and lifespan through apoptosis and lipid peroxidation. Animals, 2023, 14(1): 87 (doi: 10.3390/ani14010087).
Еще
Статья обзорная