Сравнительная характеристика и адаптивные механизмы солеустойчивости у разных генотипов твердой и мягкой пшеницы

Автор: Федореева Л.И., Бесалиев И.Н., Шелепова О.В., Кононенко Н.В.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Зерновые культуры устойчивость и адаптация

Статья в выпуске: 3 т.58, 2023 года.

Бесплатный доступ

Изучение адаптивных механизмов солеустойчивости для выявления и отбора устойчивых генотипов пшеницы остается актуальной задачей в связи с тем, что площади земельных угодий с повышенной засоленностью во всем мире постоянно увеличиваются. В настоящей работе основное внимание было уделено процессам накопления и выведения токсичных ионов из корней и листьев у разных генотипов пшеницы и влиянию этих ионов на состояние растительных тканей. Показано, что у изученных сортов твердой пшеницы при повышении засоленности уменьшались размеры корневой системы и, как следствие, снижалось поглощение токсичных ионов Na+. У мягкой пшеницы повысилась ионная проводимость и усилилось выведение ионов Na+. Мы сравнили проявления солевого стресса, вызванного высокими концентрациями NaCl, и механизмы солеустойчивости и адаптации к его токсическому действию у сортов разных видов пшеницы в полевых условиях в Оренбургской области. Первичную оценку солеустойчивости сортов пшеницы проводили по степени ингибирования роста хлористым натрием. На основании первичной оценки были отобраны четыре различающихся по солеустойчивости генотипа - два сорта твердой пшеницы ( Triticum durum Desf.) Золотая и Оренбургская 10 и два сорта мягкой пшеницы ( Triticumaestivum L.) Ульяновская 105 и Оренбургская 22. Окончательную оценку на солеустойчивость отобранных сортов проводили в течение вегетационного сезона 2022 года, выращивая растения в полевых условиях на мелких делянках (площадью 1,8 м2 каждая) в 3-кратной повторности каждого варианта. Для создания солевого стресса хлорид натрия вносили на делянки после появления всходов и до фазы кущения в виде раствора (200 мМ NaCl). Контролем служили растения, выращенные в отсутствие солевого стресса. Адаптивные механизмы проявления устойчивости к хлориду натрия у генотипов пшеницы исследовали с использованием биохимических, молекулярно-генетических и светооптических методов анализа. Защитные механизмы растений при действии солевого стресса включают блокировку и выведение Na+ и Cl- из клеточной цитоплазмы, активацию системы антиоксидантной защиты и увеличение толерантности растений за счет различных механизмов регуляции активности генов. Наши результаты показывают, что сорта пшеницы Ульяновская 105 и Оренбургская 22 сохраняют селективность ионов K+ по отношению к ионам Na+ и при стрессе поддерживают более высокое соотношение K+/Na+ (соответственно 4,12 и 4,18) по сравнению с сортами Золотая и Оренбургская 10 (соответственно 1,26 и 3,75). Регуляция ионных потоков обеспечивается ионными транспортерами. Повышенная активность генов двух классов транспортеров НКТ у сорта Оренбургская 22 способствует большему выведению Cl- и Na+ и, наоборот, у сорта Золотая наблюдается накапливание токсичных ионов, которые приводят к снижению содержания хлорофиллов a и b (Chl a и Chl b). Более низкое отношение Chl a/Chl b у сорта Оренбургская 22, чем у сорта Золотая (соответственно 2,03 против 2,43), указывает на высокое содержание Chl b, который расширяет спектр поглощение света, что способствует усилению фотосинтеза. Различие в накоплении активных форм кислорода (АФК) свидетельствует об инициации разных механизмов антиоксидантной защиты у разных генотипов пшеницы. Накопление продуктов АФК в корнях сортов Ульяновская 105 и Оренбургская 22 при засолении интенсивнее происходит в зонах чехлика и меристемы, что в 1,3 раза ниже по сравнению с сортами Золотая и Оренбургская 10. В этих сортах пшеницы продукты АФК накапливаются во всех исследуемых зонах, однако в зоне чехлика меньше, чем в остальных зонах. У чувствительных к NaCl генотипов пшеницы наблюдали повреждения в клетках корня, тогда как у устойчивых генотипов пшеницы повреждения были минимальны. Солевой стресс у чувствительных сортов пшеницы может приводить к программируемой клеточной гибели. Деградация нуклеиновых кислот является одним из маркеров процесса отмирания растения. По степени деградации ДНК наиболее неустойчивым оказался сорт Золотая. Комплексный подход позволил выявить различные механизмы устойчивости к солевому стрессу у генотипов пшеницы.

Еще

Мягкая пшеница, твердая пшеница, солевой стресс, ионные транспортеры, хлорофилл, активные формы кислорода, нуклеаза активность, деградация днк, программируемая клеточная гибель

Короткий адрес: https://sciup.org/142238893

IDR: 142238893   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2023.3.510rus

Список литературы Сравнительная характеристика и адаптивные механизмы солеустойчивости у разных генотипов твердой и мягкой пшеницы

  • Munns R., Tester M. Mechanisms of salinity tolerance. Annu. Rev. Plant Biol., 2008, 59: 651-681 (doi: 10.1146/annurev.arplant.59.032607.092911).
  • Tuteja N. Mechanisms of the high salinity tolerance in plants. Methods in Enzymology, 2007, 428: 419-438 (doi: 10.1016/S0076-6879(07)28024-3).
  • Панкова Е.И., Горохова И.Н. Анализ сведений о площади засоленных почв России на конец XX и начало XXI веков. Бюллетень Почвенного института им. В.В. Докучаева, 2020, 103: 5-33 (doi: 10.19047/0136-1694-2020-103-5-33).
  • Balandrán-Quintana R.R., Mercado-Ruiz J.N., Mendoza-Wilson A.M. Wheat bran proteins: a review of their uses and potential. Food Reviews International, 2015, 31: 279-293 (doi: 10.1080/87559129.2015.1015137).
  • Munns R., James R.A., Gilliham M., Flowers T.J., Colmer T.D. Tissue tolerance: an essential but elusive trait for salt-tolerant crops. Functional Plant Biology, 2016, 43: 1103-1113 (doi: 10.1071/FP16187).
  • Parihar P., Singh S., Singh, R., Singh V.P., Prasad S.M. Effect of salinity stress on plants and its tolerance strategies: a review. Environ. Sci. Pollut. Res., 2015, 22: 4056-4075 (doi: 10.1007/s11356-014-3739-1).
  • DeRose-Wilson L., Gaut B.S. Mapping salinity tolerance during Arabidopsis thaliana germination and seedling growth. PLoS ONE, 2011, 6(8): e22832 (doi: 10.1371/journal.pone.0022832).
  • Munns R., James R.A., Xu B., Athman A., Conn S.J., Jordans C., Byrt C.S., Hare R.A., Tyer-man S.D., Tester M., Plett D., Gilliham M. Wheat grain yield on saline soils is improved by an ancestral Na+ transporter gene. Nat. Biotechnol., 2012, 11: 360-364 (doi: 10.1038/nbt.2120).
  • Apse M.P., Aharon G.S., Snedden W.A., Blumwald E. Salt tolerance conferred by overex-pression of a vacuolar Na+/H+ antiport in Arabidopsis. Science, 1999, 20: 1256-1258 (doi: 10.1126/science.285.5431.1256).
  • Apse M.P., Blumwald E. Na+ transport in plants. FEBS Lett., 2007, 581: 2247-2254 (doi: 10.1016/j.febslet.2007.04.014).
  • Jabnoune M., Espeout S., Mieulet D., Fizames C., Verdeil J.L., Conéjéro G., Rodríguez-Na-varro A., Sentenac H., Guiderdoni E., Abdelly C., Véry A.A. Diversity in expression patterns and functional properties in the rice HKT transporter family. Plant Physiol., 2009, 150: 1955-1971 (doi: 10.1104/pp.109.138008).
  • Tournaire-Roux C., Sutka M., Javot H., Gout E., Gerbeau H., Luu D.-T., Bligny R., Maurel C. Cytosolic pH regulates root water transport during anoxic stress through gating of aquaporins. Nature, 2003, 425: 393-397 (doi: 10.1038/nature01853).
  • Boursiac Y., Chen S., Luu D.-T., Sorieul M., van den Dries N., Maurel C. Early effects of salinity on water transport in Arabidopsis roots. Molecular and cellular features of aquaporin ex-pression. Plant Physiol., 2005, 139: 790-805 (doi: 10.1104/pp.105.065029).
  • Horie T., Hauser F., Schroeder J.I. HKT transporter-mediated salinity resistance mechanisms in Arabidopsis and monocot crop plants. Trends Plant Sci., 2009, 14: 660-668 (doi: 10.1016/j.tplants.2009.08.009).
  • Murguía J.R., Bellés J.M., Serrano R. A salt-sensitive 3´(2´),5´-bisphosphate nucleotidase in-volved in sulfate activation. Science, 1995, 267: 232-234 (doi: 10.1126/science.7809627).
  • Tsugane K., Kobayashi K., Niwa Y., Ohba Y., Wada K., Kobayashi H. A recessive Arabidopsis mutant that grows photoautotrophically under salt stress shows enhanced active oxygen detoxifi-cation. Plant Cell, 1999, 11: 1195-1206 (doi: 10.1105/tpc.11.7.1195).
  • Choudhury F.K., Rivero R.M., Blumwald, E., Mittler R. Reactive oxygen species, abiotic stress and stress combination. Plant J., 2017, 90: 856-867 (doi: 10.1111/tpj.13299).
  • Fichman Y., Mittler R. Rapid systemic signaling during abiotic and biotic stresses: is the ROS wave master of all trades? Plant J., 2020, 102: 887-896 (doi: 10.1111/tpj.14685).
  • Del Rio L.A. ROS and RNS in plant physiology: an overview. Journal of Experimental Botany, 2015, 66: 2827-2837 (doi: 10.1093/jxb/erv099).
  • Caverzan A., Casassola A., Brammer S.P. Antioxidant responses of wheat plants under stress. Genet Mol. Biol., 2016, 39(1): 1-6 (doi: 10.1590/1678-4685-GMB-2015-0109).
  • You J., Chan Z. ROS regulation during abiotic stress responses in crop plants. Frontiers in Plant Science, 2015, 6: 1092 (doi: 10.3389/fpls.2015.01092).
  • Foyer C.H., Noctor G. Redox regulation in photosynthetic organisms: signaling, acclimation, and practical implications. Antioxid. Redox Signal., 2009, 11(4): 861-906 (doi: 10.1089/ars.2008.2177).
  • Mur L.A.J., Aubry S., Mondhe M., Kingston-Smith A., Gallagher J., Timms-Taravella E., James C., Papp I., Hörtensteiner S., Thomas H., Ougham H. Accumulation of chlorophyll ca-tabolites photosensitizes the hypersensitive response elicited by Pseudomonas syringae in Arabidop-sis. New Phytol., 2010, 188: 161-174 (doi: 10.1111/j.1469-8137.2010.03377.x).
  • Brouwer B., Ziolkowska A., Bagard M., Keech O., Gardeström P. The impact of light intensity on shade-induced leaf senescence. Plant Cell Environ., 2012, 35: 1084-1098 (doi: 10.1111/j.1365-3040.2011.02474.x).
  • Kitajima K., Hogan K.P. Increases of chlorophyll a/b ratios during acclimation of tropical woody seedlings to nitrogen limitation and high light. Plant Cell Environ., 2003, 26: 857-865 (doi: 10.1046/j.1365-3040.2003.01017.x).
  • Kalaji H.M., Jajoo A., Oukarroum A., Brestic M., Zivcak M., Samborska I.A., Cetner M.D., Łukasik I., Goltsev V., Ladle R.J. Chlorophyll a fluorescence as a tool to monitor physiological status of plants under abiotic stress conditions. Acta Physiol. Plant., 2016, 38: 102 (doi: 10.1007/s11738-016-2113-y).
  • Климентьев А.И. Почвы. Почвенный покров. Географический атлас Оренбургской области. М., 1999: 40-41.
  • Kononenko N.V., Baranova E.N., Dilovarova T.A., Akanov E.N., Fedoreyeva L.I. Oxidative damage to various root tissues and aerial parts of durum and soft wheat seedlings during chloride salinity. Agriculture, 2020, 10: 55-71 (doi: 10.3390/agriculture10030055).
  • Hu X., Tanaka A., Tanaka R. Simple extraction methods that prevent the artifactual conversion of chlorophyll to chlorophyllide during pigment isolation from leaf samples. Plant Methods, 2013, 9: 19 (doi: 10.3390/agriculture10030055).
  • Fedoreyeva L.I., Sobolev D.E., Vanyushin B.F. Wheat endonuclease WEN1 dependent on S-adenosyl-L-methionine and sensitive to DNA methylation status. Epigenetics, 2007, 2: 50-53 (doi: 10.4161/epi.2.1.3933).
  • Fedoreyeva L.I., Lazareva E.M., Shelepova O.V., Baranova E.N., Kononenko N.V. Salt induced autotophagy and programmed cell death in wheat. Agronomy, 2022, 12: 2161-2181 (doi: 10.3390/agronomy12081909).
  • Зялалов А.А., Газизов И.С., Ионенко И.Ф. Экспериментальное доказательство сопряжения водного тока с циркуляцией калия в растении. Доклады академии наук, 1994, 336: 712-713.
  • Deinlein U., Stephan A.B., Horie T., Luo W., Xu G., Schroeder J.I. Plant salt-tolerance mech-anisms. Trends Plant Sci., 2014, 19: 371-379 (doi: 10.1016/j.tplants.2014.02.001).
  • Gree B.R., Hichersky E., Kloppstech К. Chlorophyll a/b-binding proteins: an extended family. Trends in Biochemical Sciences, 1991, 16: 181-186 (doi: 10.1016/0968-0004(91)90072-4).
  • Mehta P., Jajoo A., Mathur S., Bharti S. Chlorophyll a fluorescence study revealing effects of high salt stress on Photosystem II in wheat leaves. Plant Physiol. Biochem., 2010, 48: 16-20 (doi: 10.1016/j.plaphy.2009.10.006).
  • Jiang C., Belfield E., Cao Y., Smith J., Harberd N. An Arabidopsis soil salinity tolerance mutation confers ethylene mediated enhancement of sodium/potassium homeostasis. Plant С el l , 2013, 3535 3352 doi: 10.1105/tpc.113.115659).
  • Mancini A., Buschini A., Maria Restivo F.M., Rossi C., Poli P. Oxidative stress as DNA damage in different transgenic tobacco plants. Plant Sci., 2006, 170: 845-852 (doi: 10.1016/j.plantsci.2005.12.002).
  • Geng Y., Rui Wu R., Wee Ch., Xie F., Wei X., Chan P., Tham C., Duan L., Dinnenya J. A spatio-temporal understanding of growth regulation during the salt stress response in Arabidopsis. The Plant Cell, 2013, 25: 2132-2154 (doi: 10.1105/tpc.113.112896).
  • Deinlein U., Stephan A., Horie T., Luo W., Xu G., Schroeder J. Plant salt tolerance mechanisms. Trends Plant Sci ., 2014, 19: 371 379 (doi: 10.1016/j.tplants.2014.02.001).
  • Papini A. Investigation of morphological features of autophagy during plant programmed cell death. Methods Mol. Biol., 2018, 1743: 9-19 (doi: 10.1007/978-1-4939-7668-3_2).
  • Fuchs Y., Steller H. Live to die another way: modes of programmed cell death and the signals emanating from dying cells. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2015, 16: 329-344 (doi: 10.1038/nrm3999).
  • Shi H., Lee B.H., Wu S.J., Zhu J.K. Overexpression of a plasma membrane Na+/H+ antiporter gene improves salt tolerance in Arabidopsis thaliana. Nat. Biotechnol., 2003, 21: 81-85 (doi: 10.1038/nbt766).
Еще
Статья научная