Влияние мутации в гене Sym26 на организацию тубулинового цитоскелета в клубеньках гороха посевного (Pisum sativum L.)

Автор: Китаева А.Б., Цыганов В.Е.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Агросистемы будущего

Статья в выпуске: 5 т.54, 2019 года.

Бесплатный доступ

Симбиотический клубенек - уникальный орган, который формируется на корнях бобовых растений. Для клубеньков недетерминированного типа (с продолжительной активностью меристемы) (F. Guinel, 2009) характерна дифференцировка как клеток клубенька, так и инфицировавших его бактерий, которые преобразуются в специализированную для азотфиксации форму - бактероиды. Бактероиды, окруженные мембраной растительного происхождения, формируют органеллоподобные симбиосомы (A. Tsyganova с соавт., 2018; T. Coba de la Peña с соавт., 2018). Дифференцировка клеток в центральной части клубенька приводит к формированию неинфицированных (свободных от бактерий) и инфицированных клеток, заполненных многими тысячами симбиосом (A. Tsyganova с соавт., 2018). В результате продолжительной активности меристемы в недетерминированном клубеньке формируется гистологическая зональность. Различают меристему, зону инфекции, зону азотфиксации, а в основании зрелого клубенька формируется зона старения (F. Guinel, 2009). Очевидно, что тубулиновый цитоскелет играет важную роль в развитии клубенька, но до недавнего времени основное внимание уделялось ранним стадиям развития клубенька (A. Timmers, 2008), и лишь недавно было выявлено, что тубулиновый цитоскелет играет ключевую роль в дифференцировке клеток клубенька (A. Kitaeva с соавт., 2016). Так, было показано, что в клубеньках гороха посевного ( Pisum sativum L.) и люцерны слабоусеченной ( Medicago truncatula Gaertn.) выход бактерий в цитоплазму растительной клетки препятствует формированию свойственного неинфицированным клеткам упорядоченного паттерна кортикальных микротрубочек, ориентированных параллельно друг другу и перпендикулярно продольной оси клетки; это ведет к появлению неупорядоченного паттерна, способствующего переходу инфицированных клеток к изодиаметрическому росту (A. Kitaeva с соавт., 2016). Эндоплазматические микротрубочки создают матрицу для роста инфекционных нитей, поддерживают расположение инфекционных капель и симбиосом в инфицированных клетках (A. Kitaeva с соавт., 2016). Тем не менее не были изучены изменения в организации тубулинового цитоскелета при старении клеток клубенька. В настоящем исследовании с использованием иммуноцитохимического анализа и конфокальной лазерной сканирующей микроскопии мы изучили организацию тубулинового цитоскелета в клубеньках мутантной линии гороха SGEFix--3 ( sym26 ). Для этого мутанта характерно формирование неэффективных клубеньков с преждевременно деградирующими симбиотическими структурами (T. Serova с соавт., 2018). Показано, что в 2-недельных клубеньках мутантной линии паттерны кортикальных и эндоплазматических микротрубочек не отличались от таковых у исходной линии SGE. Так, кортикальные микротрубочки формировали неупорядоченный паттерн в меристематических и инфицированных клетках и упорядоченный - в неинфицированных и колонизированных клетках. Эндоплазматические микротрубочки окружали ядро в интерфазных клетках, формировали веретена деления и препрофазные пояски при митозе, а также окружали инфекционные нити. В то же время в зоне старения в деградирующих клетках наблюдалась полная деполимеризация тубулинового цитоскелета как в инфицированных, так и в неинфицированных клетках. У исходной линии старение индуцировалось лишь в 4-недельных клубеньках, и в стареющих клетках также наблюдалась деполимеризация микротрубочек. Таким образом, полная деполимеризация микротрубочек в различных типах клеток клубенька может быть цитологическим маркером его старения.

Еще

Бобово-ризобиальный симбиоз, микротрубочки, симбиосома, бактероид, инфекционная нить, старение клубенька, иммунолокализация

Короткий адрес: https://sciup.org/142226252

IDR: 142226252   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2019.5.1014rus

Список литературы Влияние мутации в гене Sym26 на организацию тубулинового цитоскелета в клубеньках гороха посевного (Pisum sativum L.)

  • Oldroyd G.E. Speak, friend, and enter: signalling systems that promote beneficial symbiotic associations in plants. Nature Reviews Microbiology, 2013, 11: 252-263 ( ). DOI: 10.1038/nrmicro2990
  • Guinel F.C. Getting around the legume nodule: I. The structure of the peripheral zone in four nodule types. Botany, 2009, 87: 1117-1138 ( ). DOI: 10.1139/B09-074
  • Brewin N.J. Development of the legume root nodule. Annual Review of Cell Biology, 1991, 7: 191-226 ( ). DOI: 10.1146/annurev.cb.07.110191.001203
  • Serova T.A., Tsyganov V.E. Symbiotic nodule senescence in legumes: molecular-genetic and cellular aspects (review). Agricultural Biology, 2014: 3-15 ( ). DOI: 10.15389/agrobiology.2014.5.3eng
  • Tsyganova A.V., Kitaeva A.B., Tsyganov V.E. Cell differentiation in nitrogen-fixing nodules hosting symbiosomes. Functional Plant Biology, 2018, 45: 47-57 ( ). DOI: 10.1071/FP16377
  • Coba de la Peña T., Fedorova E., Pueyo J.J., Lucas M.M. The symbiosome: legume and rhizobia co-evolution toward a nitrogen-fixing organelle? Frontiers in Plant Science, 2018, 8: 2229 ( ).
  • DOI: 10.3389/fpls.2017.02229
  • Timmers A.C.J. The role of the plant cytoskeleton in the interaction between legumes and rhizobia. Journal of Microscopy, 2008, 231: 247-256 ( ).
  • DOI: 10.1111/j.1365-2818.2008.02040.x
  • Cárdenas L., Vidali L., Domınguez J., Pérez H., Sánchez F., Hepler P.K., Quinto C. Rearrangement of actin microfilaments in plant root hairs responding to Rhizobium etli nodulation signals. Plant Physiology, 1998, 116: 871-877 ( ).
  • DOI: 10.1104/pp.116.3.871
  • Miller D.D., De Ruijter N.C., Bisseling T. The role of actin in root hair morphogenesis: studies with lipochito-oligosaccharide as a growth stimulator and cytochalasin as an actin perturbing drug. The Plant Journal, 1999, 17: 141-154 ( ).
  • DOI: 10.1046/j.1365-313X.1999.00358.x
  • Yokota K., Fukai E., Madsen L.H., Jurkiewicz A., Rueda P., Radutoiu S., Held M., Hossain M.S., Szczyglowski K., Morieri G. Rearrangement of actin cytoskeleton mediates invasion of Lotus japonicus roots by Mesorhizobium loti. The Plant Cell, 2009, 21: 267-284 ( ).
  • DOI: 10.1105/tpc.108.063693
  • Miyahara A., Richens J., Starker C., Morieri G., Smith L., Long S., Downie J.A., Oldroyd G.E.D. Conservation in function of a SCAR/WAVE component during infection thread and root hair growth in Medicago truncatula. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2010, 23: 1553-1562 ( ).
  • DOI: 10.1094/MPMI-06-10-0144
  • Hossain M.S., Liao J., James E.K., Sato S., Tabata S., Jurkiewicz A., Madsen L.H., Stougaard J., Ross L., Szczyglowski K. Lotus japonicus ARPC1 is required for rhizobial infection. Plant Physiology, 2012, 160: 917-928 ( ).
  • DOI: 10.1104/pp.112.202572
  • Qiu L., Lin J.-s., Xu J., Sato S., Parniske M., Wang T.L., Downie J.A., Xie F. SCARN a novel class of SCAR protein that is required for root-hair infection during legume nodulation. PLOS Genetics, 2015, 11: e1005623 ( ).
  • DOI: 10.1371/journal.pgen.1005623
  • Zhang X., Han L., Wang Q., Zhang C., Yu Y., Tian J., Kong Z. The host actin cytoskeleton channels rhizobia release and facilitates symbiosome accommodation during nodulation in Medicago truncatula. New Phytologist, 2019, 221(2): 1049-1059 ( ).
  • DOI: 10.1111/nph.15423
  • Ridge R.W., Rolfe B.G. Rhizobium sp. degradation of legume root hair cell wall at the site of infection thread origin. Applied and Environmental Microbiology, 1985, 50: 717-720.
  • Turgeon B.G., Bauer W.D. Ultrastructure of infection thread development during infection of soybean by Rhizobium japonicum. Planta, 1985, 163: 328-349 ( ).
  • DOI: 10.1007/BF00395142
  • Timmers A.C., Auriac M.C., Truchet G. Refined analysis of early symbiotic steps of the Rhizobium-Medicago interaction in relationship with microtubular cytoskeleton rearrangements. Development, 1999, 126: 3617-3628.
  • Weerasinghe R.R., Collings D.A., Johannes E., Allen N.S. The distributional changes and role of microtubules in Nod factor challenged Medigaco sativa root hairs. Planta, 2003, 218: 276-289 ( ).
  • DOI: 10.1007/s00425-003-1097-1
  • Sieberer B.J., Timmers A.C., Emons A.M.C. Nod factors alter the microtubule cytoskeleton in Medicago truncatula root hairs to allow root hair reorientation. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2005, 18: 1195-1204 ( ).
  • DOI: 10.1094/MPMI-18-1195
  • Vassileva V.N., Kouchi H., Ridge R.W. Microtubule dynamics in living root hairs: transient slowing by lipochitin oligosaccharide nodulation signals. The Plant Cell, 2005, 17: 1777-1787 ( ).
  • DOI: 10.1105/tpc.105.031641
  • Timmers A.C., Vallotton P., Heym C., Menzel D. Microtubule dynamics in root hairs of Medicago truncatula. European Journal of Cell Biology, 2007, 86: 69-83 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.ejcb.2006.11.001
  • Perrine-Walker F.M., Lartaud M., Kouchi H., Ridge R.W. Microtubule array formation during root hair infection thread initiation and elongation in the Mesorhizobium-Lotus symbiosis. Protoplasma, 2014, 251: 1099-1111 ( ).
  • DOI: 10.1007/s00709-014-0618-z
  • Timmers A.C., Auriac M.C., de Billy F., Truchet G. Nod factor internalization and microtubular cytoskeleton changes occur concomitantly during nodule differentiation in alfalfa. Development, 1998, 125: 339-349.
  • Whitehead L.F., Day D.A., Hardham A.R. Cytoskeletal arrays in the cells of soybean root nodules: The role of actin microfilaments in the organisation of symbiosomes. Protoplasma, 1998, 203: 194-205 ( ).
  • DOI: 10.1007/BF01279476
  • Davidson A.L., Newcomb W. Organization of microtubules in developing pea root nodule cells. Canadian Journal of Botany, 2001, 79: 777-786 ( ).
  • DOI: 10.1139/b01-045
  • Fedorova E.E., de Felipe M.R., Pueyo J.J., Lucas M.M. Conformation of cytoskeletal elements during the division of infected Lupinus albus L. nodule cells. Journal of Experimental Botany, 2007, 58: 2225-2236 ( ).
  • DOI: 10.1093/jxb/erm083
  • Kitaeva A.B., Demchenko K.N., Tikhonovich I.A., Timmers A.C.J., Tsyganov V.E. Comparative analysis of the tubulin cytoskeleton organization in nodules of Medicago truncatula and Pisum sativum: bacterial release and bacteroid positioning correlate with characteristic microtubule rearrangements. New Phytologist, 2016, 210: 168-183 ( ).
  • DOI: 10.1111/nph.13792
  • Hogetsu T., Oshima Y. Immunofluorescence microscopy of microtubule arrangement in root cells of Pisum sativum L. var Alaska. Plant and Cell Physiology, 1986, 27: 939-945 ( ).
  • DOI: 10.1093/oxfordjournals.pcp.a077210
  • Adamakis I.D.S., Panteris E., Eleftheriou E.P. Tungsten affects the cortical microtubules of Pisum sativum root cells: experiments on tungsten-molybdenum antagonism. Plant Biology, 2010, 12: 114-124 ( ).
  • DOI: 10.1111/j.1438-8677.2009.00197.x
  • Kosterin O.E., Rozov S.M. Mapping of the new mutation blb and the problem of integrity of linkage group I. Pisum Genetics, 1993, 27-31.
  • Tsyganov V.E., Voroshilova V.A., Borisov A.Y., Tikhonovich I.A., Rozov S.M. Four more symbiotic mutants obtained using EMS mutagenesis of line SGE. Pisum Genetics, 2000, 32: 63.
  • Serova T.A., Tsyganova A.V., Tsyganov V.E. Early nodule senescence is activated in symbiotic mutants of pea (Pisum sativum L.) forming ineffective nodules blocked at different nodule developmental stages. Protoplasma, 2018, 255: 1443-1459 ( ).
  • DOI: 10.1007/s00709-018-1246-9
  • Wang T.L., Wood E.A., Brewin N.J. Growth regulators, Rhizobium and nodulation in peas. Planta, 1982, 155: 345-349 ( ).
  • DOI: 10.1007/bf00429463
  • Fåhraeus G. The infection of clover root hairs by nodule bacteria studied by a simple glass slide technique. Microbiology, 1957, 16: 374-381 ( ).
  • DOI: 10.1099/00221287-16-2-374
  • Tsyganov V.E., Morzhina E.V., Stefanov S.Y., Borisov A.Y., Lebsky V.K., Tikhonovich I.A. The pea (Pisum sativum L.) genes sym33 and sym40 control infection thread formation and root nodule function. Molecular and General Genetics, 1998, 259: 491-503.
  • Borisov A.Y., Rozov S., Tsyganov V., Kulikova O., Kolycheva A., Yakobi L., Ovtsyna A., Tikhonovich I. Identification of symbiotic genes in pea (Pisum sativum L.) by means of experimental mutagenesis. Genetika (Russian Federation), 1994, 30: 1484-1494.
  • Wang D., Griffitts J., Starker C., Fedorova E., Limpens E., Ivanov S., Bisseling T., Long S. A nodule-specific protein secretory pathway required for nitrogen-fixing symbiosis. Science, 2010, 327: 1126-1129 ( ).
  • DOI: 10.1126/science.1184096
  • Gavrin A., Jansen V., Ivanov S., Bisseling T., Fedorova E. ARP2/3-mediated actin nucleation associated with symbiosome membrane is essential for the development of symbiosomes in infected cells of Medicago truncatula root nodules. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2015, 28: 605-614 ( ).
  • DOI: 10.1094/MPMI-12-14-0402-R
Еще
Статья научная