Влияние пролактина на качество ооцитов, полученных методом трансвагинальной пункции фолликулов телок

Автор: Сингина Г.Н., Чинаров Р.Ю., Луканина В.А., Ворожбит Т.А.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Репродуктивные биотехнологии

Статья в выпуске: 6 т.56, 2021 года.

Бесплатный доступ

Как в молочном, так и в мясном скотоводстве актуально получение как можно большего числа потомков от лучших матерей с целью повышения степени реализации их генетического потенциала в последующих поколениях. Решить эту задачу позволяет разработка и внедрение в практику технологии получения эмбрионов in vitro (in vitro embryo production, IVP) с использованием яйцеклеток от живых животных посредством трансвагинальной пункции фолликулов (ovum-pick-up, OPU). Важный этап технологии IVP - экстракорпоральное созревание ооцитов, моделированием которого можно существенно повысить ее эффективность. В настоящей работе мы впервые выявили положительное действие гипофизарного гормона пролактина на качество донорских OPU-ооцитов коров в процессе их созревания in vitro. Цель работы заключалась в оценке влияния пролактина на завершение ядерного созревания ооцитами, полученными методом трасвагинальной аспирации фолликулов, а также на развитие и качество эмбрионов, полученных после in vitro оплодотворения донорских ооцитов. Донорами ооцитов были половозрелые телки симментальской породы в возрасте от 19 до 25 мес ( n = 4) с естественным половым циклом. Трансвагинальную аспирацию фолликулов проводили каждые 4 сут с использованием системы OPU для крупного рогатого скота («Minitube», Германия). Всего было проведено 28 сессий OPU. Выделенные ооцит-кумулюсные комплексы (ОКК) культивировали в среде ТС-199, дополненной 10 % фетальной бычьей сыворотки, 10 мкг/мл фолликулостимулирующего (ФСГ) и 10 мкг/мл лютеинизирующего (ЛГ) гормонов в отсутствие (контроль) или присутствии пролактина (ПРЛ) (опыт). Через 24 ч созревшие ооциты оплодотворяли для оценки компетенции к эмбриональному развитию. На 2-е сут после оплодотворения оценивали раздробившиеся зиготы, на 7-е сут определяли число эмбрионов, развившихся до стадии бластоцисты. Полученные на 7-е сут эмбрионы также фиксировали и окрашивали DAPI для оценки локализации ядер. Морфологический анализ не выявил влияния условий культивирования на завершение ядерного созревания. Доля созревших ооцитов была сходной в обеих группах и составляла в контроле и опытной группе соответственно 82,8 и 88,9 %. В то же время доля раздробившихся ооцитов после оплодотворения in vitro при их созревании в контроле была ниже (69,7±2,4 %), чем в присутствии ПРЛ (81,7±4,9 %) (p function show_abstract() { $('#abstract1').hide(); $('#abstract2').show(); $('#abstract_expand').hide(); }

Еще

Крупный рогатый скот, трансвагинальная пункция фолликулов, созревание ооцитов in vitro, пролактин, эмбриональное развитие

Короткий адрес: https://sciup.org/142231905

IDR: 142231905   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2021.6.1148rus

Список литературы Влияние пролактина на качество ооцитов, полученных методом трансвагинальной пункции фолликулов телок

  • Boni R. Ovum pick-up in cattle: a 25 years retrospective analysis. Animal Reproduction, 2012, 9(3): 362-369.
  • Qi M., Yao Y., Ma H., Wang J., Zhao X., Liu L., Tang X., Zhang L., Zhang S., Sun F. Trans-vaginal ultrasoundguided ovum pick-up (OPU) in cattle. Journal of Biomimetics Biomaterials and Tissue Engineering, 2013, 18: 118.
  • Sanches B.V., Zangirolamo A.F., Seneda M.M. Intensive use of IVF by large-scale dairy pro-grams. Animal Reproduction, 2019, 16(3): 394-401 (doi: 10.21451/1984-3143-AR2019-0058).
  • Viana J. 2019 Statistics of embryo production and transfer in domestic farm animals. Embryo Technology Newsletter, 2020, 38(4): 7-26.
  • Sirard M.A. 40 years of bovine IVF in the new genomic selection context. Reproduction, 2018, 156(1): R1-R7 (doi: 10.1530/REP-18-0008).
  • van Wagtendonk-de Leeuw A.M. Ovum pick up and in vitro production in the bovine after use in several generations: a 2005 status. Theriogenology, 2006, 65(5): 914-925 (doi: 10.1016/j.theri-ogenology.2005.09.007).
  • Baldassarre H., Bordignon V. Laparoscopic ovum pick-up for in vitro embryo production from dairy bovine and buffalo calves. Animal Reproduction, 2018, 15(3): 191-196 (doi: 10.21451/1984-3143-AR2018-0057).
  • Aguila L., Treulen F., Therrien J., Felmer R., Valdivia M., Smith L.C. Oocyte selection for in vitro embryo production in bovine species: noninvasive approaches for new challenges of oocyte competence. Animals, 2020, 10(12): 2196 (doi: 10.3390/ani10122196).
  • Saini N., Singh M.K., Shah S.M., Singh K.P., Kaushik R., Manik R.S., Singla S.K., Palta P., Chauhan M.S. Developmental competence of different quality bovine oocytes retrieved through ovum pick-up following in vitro maturation and fertilization. Animal, 2015, 9(12): 1979-85 (doi: 10.1017/S1751731115001226).
  • Stroebech L., Mazzoni G., Pedersen H.S., Freude K.K., Kadarmideen H.N., Callesen H., Hyt-tel P. In vitro production of bovine embryos: revisiting oocyte development and application of systems biology. Animal Reproduction, 2015, 12(3): 465-472.
  • Gilchrist R.B., Thompson J.G. Oocyte maturation: emerging concepts and technologies to im-prove developmental potential in vitro. Theriogenology, 2007, 67(1): 6-15 (doi: 10.1016/j.theri-ogenology.2006.09.027).
  • Blanco M.R., Demyda S., Moreno Millán M., Genero E. Developmental competence of in vivo and in vitro matured oocytes: a review. Biotechnology and Molecular Biology Reviews, 2011, 6(7): 155-165 (doi: 10.5897/BMBR2011.0015).
  • Lonergan P., Fair T., Forde N., Rizos D. Embryo development in dairy cattle. Theriogenology, 2016, 86(1): 270-277 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2016.04.040).
  • Lonergan P., Fair T. Maturation of oocytes in vitro. Annual Review of Animal Biosciences, 2016, 4: 255-268 (doi: 10.1146/annurev-animal-022114-110822).
  • Abd El-Aziz A.H., Mahrous U.E., Kamel S.Z., Sabek A.A. Factors influencing in vitro production of bovine embryos: a review. Asian Journal of Animal and Veterinary Advances, 2016, 11(12): 737-756 (doi: 10.3923/ajava.2016.737.756).
  • Ferré L.B., Kjelland M.E., Strøbech L.B., Hyttel P., Mermillod P., Ross P.J. Review: Recent advances in bovine in vitro embryo production: reproductive biotechnology history and methods. Animal, 2020, 14(5): 991-1004 (doi: 10.1017/S1751731119002775).
  • Wise T., Suss U., Stranzinger G., Wuthrich K., Maurer R.R. Cumulus and oocyte maturation and in vitro and in vivo fertilization of oocytes in relation to follicular steroids, prolactin, and glycosaminoglycans throughout the estrous period in superovulated heifers with a normal LH surge, no detectable LH surge, and progestin inhibition of LH surge. Domestic Animal Endocri-nology, 1994, 11(1): 59-86 (doi: 10.1016/0739-7240(94)90036-1).
  • Jinno M., Katsumata Y., Hoshiai T., Nakamura Y., Matsumoto K., Yoshimura Y. A therapeutic role of prolactin supplementation in ovarian stimulation for in vitro fertilization: the bromocrip-tine-rebound method. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism, 1997, 82(11): 3603-3611 (doi: 10.1210/jcem.82.11.4349).
  • Bole-Feysot C., Goffin V., Edery M., Binart N., Kelly P.A. Prolactin (PRL) and its receptor: actions, signal transduction pathways and phenotypes observed in PRL receptor knockout mice. Endocrine Reviews, 1998, 19(3): 225-268 (doi: 10.1210/edrv.19.3.0334).
  • Lebedeva I.Y., Singina G.N., Volkova N.A., Vejlsted M., Zinovieva N.A., Schmidt M. Prolactin affects bovine oocytes through direct and cumulus-mediated pathways. Theriogenology, 2014, 82(8): 1154-1164.e1 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2014.08.005).
  • Picazo R.A., García Ruiz J.P., Santiago Moreno J., González de Bulnes A., Muñoz J., Silván G., Lorenzo P.L., Illera J.C. Cellular localization and changes in expression of prolactin receptor isoforms in sheep ovary throughout the estrous cycle. Reproduction, 2004, 128(5): 545-553 (doi: 10.1530/rep.1.00343).
  • Nakamura E., Otsuka F., Inagaki K., Miyoshi T., Yamanaka R., Tsukamoto N., Suzuki J., Ogura T., Makino H. A novel antagonistic effect of the bone morphogenetic protein system on prolactin actions in regulating steroidogenesis by granulosa cells. Endocrinology, 2010, 151(11): 5506-5518 (doi: 10.1210/en.2010-0265).
  • Kiapekou E., Loutradis D., Patsoula E., Koussidis G.A., Minas V., Bletsa R., Antsaklis A., Michalas S., Makrigiannakis A. Prolactin receptor mRNA expression in oocytes and preimplan-tation mouse embryos. Reproductive BioMedicine Online, 2005, 10(3): 339–346 (doi: 10.1016/s1472-6483(10)61793-2).
  • Kuzmina T.I., Lebedeva I.Y., Torner H., Alm H., Denisenko V.Y. Effects of prolactin on intra-cellular stored calcium in the course of bovine oocyte maturation in vitro. Theriogenology, 1999, 51(7): 1363-1374 (doi: 10.1016/S0093-691X(99)00080-1).
  • Кузьмина Т.И., Лебедева И.Ю., Торнер Х., Альм Х. Эффекты пролактина в различных системах культивирования на созревание ооцитов коров и их способность к дальнейшему развитию. Онтогенез, 2001, 32(2): 140-147.
  • Lebedeva I.Y., Singina G.N., Lopukhov A.B., Shedova E.N., Zinovieva N.A. Prolactin and growth hormone affect metaphase II chromosomes in aging oocytes via cumulus cells using similar signaling pathways. Frontiers in Genetics, 2015, 6: 274 (doi: 10.3389/fgene.2015.00274).
  • Singina G.N., Shedova E.N., Lopukhov A.V., Mityashova O.S., Lebedeva I.Y. Delaying effects of prolactin and growth hormone on aging processes in bovine oocytes matured in vitro. Pharma-ceuticals, 2021, 14(7): 684 (doi: 10.3390/ph14070684).
  • Parrish J.J., Susko-Parrish J.L., Leibfried-Rutledge M.L., Critser E.S., Eyestone W.H., First N.L. Bovine in vitro fertilization with frozen-thawed semen. Theriogenology, 1986, 25(4): 591-600 (doi: 10.1016/0093-691X(86)90143-3).
  • Rosenkrans C.F. Jr., First N.L. Effect of free amino acids and vitamins on cleavage and devel-opmental rate of bovine zygotes in vitro. Journal of Animal Science, 1994, 72(2): 434-437 (doi: 10.2527/1994.722434x).
  • Yoshimura Y., Hosoi Y., Iritani A., Nakamura Y., Atlas S.J., Wallach E.E. Developmental po-tential of rabbit oocytes matured in vitro: the possible contribution of prolactin. Biology of Repro-duction, 1989, 41(1): 26-33 (doi: 10.1095/BIOLREPROD41.1.26).
  • Tanghe S., Van Soom A., Nauwynck H., Coryn M., de Kruif A. Minireview: functions of the cumulus oophorus during oocyte maturation, ovulation, and fertilization. Molecular Reproduction and Development, 2002, 61(3): 414-424 (doi: 10.1002/mrd.10102).
Еще
Статья научная