Выявление и количественная оценка вирусных и бактериальных возбудителей респираторных болезней крупного рогатого скота при помощи ПЦР в реальном времени

Автор: Нефедченко А.В., Глотов А.Г., Котенева С.В., Глотова Т.И.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Ветеринарная вирусология, микробиология, паразитология

Статья в выпуске: 4 т.56, 2021 года.

Бесплатный доступ

Респираторные болезни крупного рогатого скота (КРС) широко распространены во всех странах с развитым животноводством и наносят значительный экономический ущерб. Часто они являются результатом синергического взаимодействия нескольких вирусов и бактерий, преимущественно семейства Pasteurellaceae . Клинические признаки и патологоанатомические изменения внутренних органов зависят от наличия или отсутствия того или иного возбудителя. Массовые вспышки возникают при объединении животных из разных источников. Этиологическая структура таких вспышек достаточно изучена, однако данных, касающихся особенностей распределения бактерий и вирусов в органах респираторного тракта и их количественного определения, недостаточно. Нами представлены результаты изучения этиологической структуры вспышки респираторных болезней в условиях молочного комплекса после ввода КРС из-за рубежа, во время которой пало более 400 животных разных половозрастных групп. Исследовали пробы внутренних органов 58 павших животных разного возраста. При изучении этиологической структуры вспышки использовали стандартные бактериологические методы, вирусные агенты идентифицировали в ПЦР методом гель-электрофореза, а для количественной оценки всех обнаруженных инфекционных агентов применили ПЦР в режиме реального времени. Всего выявили 9 вирусов и бактерий, из которых респираторно-синцитиальный вирус КРС (BRSV, Bovine Respiratory Syncytial Virus, род Pneumovirus , семейство Paramyxoviridae ) и бактерии семейства Pasteurellaceae играли ведущую этиологическую роль. С использованием количественной ПЦР определили концентрации вируса и бактерий Pasteurella multocida и Mannheimia haemolytica в органах респираторного тракта 13 телят разного возраста со сходными клиническими признаками, патологоанатомическими изменениями и присутствием в органах респираторного тракта трех возбудителей. Концентрация агентов составляла от 0,1±0,03 до 4,8±0,47 log10 геномных эквивалентов (ГЭ)/мл для BRSV, от 1,3±0,60 до 4,1±0,30 log10 ГЭ/мл для P. multocida и от 1,9±0,03 до 4,9±0,67 log10 ГЭ/мл для М. haemolytica . Концентрация и распространение возбудителей по органам у телят разных возрастов различались. BRSV выявили в более широком диапазоне органов дыхания как свободных от бактерий, так и колонизированных ими. В легких концентрация вируса была выше, чем в трахеальном и бронхиальном экссудате. P. multocida присутствовала только в верхних и средних долях легких у 2,5-4-месячных телят в приблизительно равных концентрациях при острой форме бронхопневмонии. Степень колонизации легких этой бактерией повышалась с возрастом, и у телят в возрасте 6 мес ее численность достигала максимальных значений в верхних и средних долях легких, легочных лимфатических узлах и смывах со слизистых оболочек при хронической бронхопневмонии. M. haemolytica выявляли при острой форме бронхопневмонии у телят в возрасте 2,5 мес в минимальном количестве в средних долях легких, в максимальном - в трахеальном и бронхиальном экссудатах. Результаты показали, что вирус и бактерии размножаются в различных частях легких, не подавляя друг друга, что подтверждает эффект их синергического взаимодействия и приводит к усилению тяжести течения пневмонии. Количественная оценка вирусов и бактерий методом ПЦР в режиме реального времени может быть полезным инструментом для изучения патогенеза смешанных вирусно-бактериальных инфекций в естественных условиях. Полученные результаты подчеркивают роль вируса в возникновении легочного пастереллеза.

Еще

Крупный рогатый скот, респираторные инфекции, пцр в режиме реального времени, количественный анализ, респираторно-синцитиальный вирус, pasteurella multocida, mannheimia haemolytica, синергизм

Короткий адрес: https://sciup.org/142231377

IDR: 142231377   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2021.4.695rus

Список литературы Выявление и количественная оценка вирусных и бактериальных возбудителей респираторных болезней крупного рогатого скота при помощи ПЦР в реальном времени

  • Brogden K.A., Guthmiller J.M. Polymicrobial diseases. Washington, 2002.
  • Gorden P.J., Plummer P. Control, management and prevention of bovine respiratory disease in dairy calves and cows. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice, 2010, 26(2): 243-259 (doi: 10.1016/j.cvfa.2010.03.004).
  • Andrews A.H., Blowey R., Boyd H., Eddy R. Respiratory disease. In: Bovine medicine: diseases and husbandry of cattle /А.Н. Andrews, R. Blowey, H. Boyd, R. Eddy (ed.). Blackwell Scientific Publications, Oxford, 2004, 1232.
  • Fulton R.W., Purdy C.W., Confer A.W., Saliki J.T., Loan R.W., Briggs R.E., Burge L.J. Bovine viral diarrhea viral infections in feeder calves with respiratory disease: interactions with Pasteurella spp., parainfluenza-3 virus, and bovine respiratory syncytial virus. The Canadian Journal of veterinary Research, 2000, 64(3): 151-159.
  • Ackermann M.R., Brogden K.A. Response of the ruminant respiratory tract to Mannheimia (Pasteurella) haemolytica. Microbes and Infection, 2000, 2(9): 1079-1088 (doi: 10.1016/s1286-4579(00)01262-4).
  • Brodersen B.W. Bovine respiratory syncytial virus. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice, 2010, 26(2): 323-333 (doi: 10.1016/j.cvfa.2010.04.010).
  • Larsen L.E. Bovine Respiratory Syncytial Virus (BRSV): a review. Acta Veterinaria Scandinavica, 2000, 41(1): 1-24.
  • Sacco R.E., McGill J.L., Pillatzki A.E., Palmer M.V., Ackermann M.R. Respiratory syncytial virus infection in cattle. Veterinary Pathology, 2014, 51(2): 427-436 (doi: 10.1177/0300985813501341).
  • Valarcher J.R., Schelcher R., Bourhy H. Evolution of bovine respiratory syncytial virus. Journal of Virology, 2000, 74(22): 10714-10728 (doi: 10.1128/jvi.74.22.10714-10728.2000).
  • Murray G.M., More S.J., Clegg T.A., Earley B., O’Neill R.G., Johnston D., Gilmore J., Nosov M., McElroy M.C., Inzana T.J., Cassidy J.P. Risk factors associated with exposure to bovine respiratory disease pathogens during the peri-weaning period in dairy bull calves. BMC Veterinary Research, 2018, 14: 53 (doi: 10.1186/s12917-018-1372-9).
  • Fulton R.W., d’Offay J.M., Landis C., Miles D.G., Smith R.A., Saliki J.T., Ridpath J.F., Confer A.W., Neill J.D., Eberle R., Clement T.J., Chase C.C., Burge L.J., Payton M.E. Detection and characterization of viruses as field and vaccine strains in feedlot cattle with bovine respiratory disease. Vaccine, 2016, 34(30): 3478-3492 (doi: 10.1016/j.vaccine.2016.04.020).
  • Sudaryatma P.E., Nakamura K., Mekata H., Sekiguchi S., Kubo M., Kobayashi I., Subangkit M., Goto Y., Okabayashi T. Bovine respiratory syncytial virus infection enhances Pasteurella multocida adherence on respiratory epithelial cells. Veterinary Microbiology, 2018, 220: 33-38 (doi: 10.1016/j.vetmic.2018.04.031).
  • Agnes J.T., Zekarias B., Shao M., Anderson M.L., Gershwin L.J., Corbeil L.B. Bovine respiratory syncytial virus and Histophilus somni interaction at the alveolar barrier. Infection and Immunity, 2013, 81: 2592-2597 (doi: 10.1128/IAI.00108-13).
  • Singh K.J., Ritchey W., Confer A.W. Mannheimia haemolytica: bacterial-host interactions in bovine pneumonia. Veterinary Pathology, 2011, 48(2): 338-348 (doi: 10.1177/0300985810377182).
  • Tizioto P.C., Kim J., Seabury C.M., Schnabel R.D., Gershwin L.J., Van Eenennaam A.L., Toaff-Rosenstein R., Neibergs H.L., Taylor J.F. Immunological response to single pathogen challenge with agents of the bovine respiratory disease complex: an RNA-Sequence analysis of the bronchial lymph node transcriptome. PLoS ONE, 2015, 10(6): e0131459 (doi: 10.1371/journal.pone.0131459).
  • Rice J.A., Carrasco-Medina L., Hodgins D.C., Shewen P.E. Mannheimia haemolytica and bovine respiratory disease. Animal Health ResearchReviews, 2007, 8(2): 117-128 (doi: 10.1017/S1466252307001375).
  • Глотов А.Г., Глотова Т.И., Некрасова Н.В., Нефедченко А.В., Гоппе В.А. Генотип и вирулентность изолятов вируса ИРТ крупного рогатого скота. Ветеринария, 2005, 11: 20-23.
  • Глотов А.Г., Глотова Т.И., Нефедченко А.В., Гребенникова Т.В., Алиппер Т.И. Использование ПЦР для диагностики вирусной диареи — болезни слизистых крупного рогатого скота. Ветеринария, 2007, 12: 27-29.
  • Vilcek S., Elvander M., Ballagi-Pordany A., Bleak S. Development of nested PCR assays for detection of bovine respiratory syncytial virus in clinical samples. Journal of Clinical Microbiology, 1994, 32(9): 2225-2231 (doi: 10.1128/JCM.32.9.2225-2231.1994).
  • Horwood P.F., Gravel J.L., Mahony T.J. Identification of two distinct bovine parainfluenza virus type 3 genotypes. Journal of General Virology, 2008, 89(7): 1643-1648 (doi: 10.1099/vir.0.2008/000026-0).
  • Takiuchi E., Stipp D.T., Alfieri A.F., Alfieri A.A. Improved detection of bovine coronavirus N gene in faces of calves infected naturally by a semi-nested PCR assay and an internal control. Journal of Virological Methods, 2006, 13(2): 148-154 (doi: 10.1016/j.jviromet.2005.08.005).
  • OIE. Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals, 8th Edition. Paris, France, 2018.
  • Нефедченко А.В., Шиков А.Н., Глотов А.Г., Глотова Т.И., Терновой В.А., Агафонов А.П., Сергеев А.Н., Донченко Н.А. Разработка метода идентификации и генотипирования бактерий Pasteurella multocida и Mannheimia haemolytica на основе полимеразной цепной реакции и филогенетический анализ культур бактерий, выделенных от крупного рогатого скота. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология, 2016, 34: 62-66 (doi: 10.18821/0208-0613-2016-34-2-62-66).
  • Subramaniam S., Bergonier D., Poumarat F. Species identification of Mycoplasma bovis and Mycoplasma agalactiae based on the urvC genes by PCR. Molecular and Cellular Probes, 1998, 12(3): 161-169 (doi: 10.1006/mcpr.1998.0160).
  • Angen Ø., Ahrens P., Tegtmeier C. Development of a PCR test for identification of Haemophilus somnus in pure and mixed cultures. Veterinary Microbiology, 1998, 63(1): 39-48 (doi: 10.1016/S0378-1135(98)00222-3).
  • Boxus M., Letellier C., Kerkhofs P. Real time RT-PCR for the detection and quantitation of bovine respiratory syncytial virus. Journal of Virological Methods,2005, 125(2): 125-130 (doi: 10.1016/j.jviromet.2005.01.008).
  • Zhao H., Liu J., Li Y., Yang C., Zhao S., Liu J., Liu A., Liu G., Yin H., Guan G., Luo J. Validation of reference genes for quantitative real-time PCR in bovine PBMCs transformed and non-transformed by Theileria annulata. Korean Journal of Parasitology, 2016, 54(1): 39-46 (doi: 10.3347/kjp.2016.54.1.39).
  • Нефедченко А.В., Шиков А.Н., Глотов А.Г., Глотова Т.И., Терновой В.А., Максютов Р.А., Агафонов А.П., Сергеев А.Н. Обнаружение и генотипирование Pasteurella multocida пяти капсульных групп в полимеразной цепной реакции в реальном времени. Сельскохозяйственная биология, 2017, 52(2): 401-408 (doi: 10.15389/agrobiology.2017.2.401rus).
  • Jordan R., Shao M., Mackman R.L., Perron M., Cihlar T., Lewis S.A., Eisenberg E.J., Carey A., Strickley R.G., Chien J.W., Anderson M.L., McEligot H.A., Behrens N.E., Gershwin L.J. Antiviral efficacy of an RSV fusion inhibitor in a bovine model of RSV infection. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 2015, 59(8): 4889-4900 (doi: 10.1128/AAC.00487-15).
  • Antonis A.F.G. Age-dependent differences in the pathogenesis of bovine respiratory syncytial virus infections related to the development of natural immunocompetence. Journal of General Virology, 2010, 91(10): 2497-2506 (doi: 10.1099/vir.0.020842-0).
  • Blodörn K., Hägglund S., Gavier-Widen D., Eléouët J.F., Riffault S., Pringle J., Taylor G., Valarcher J.F. A bovine respiratory syncytial virus model with high clinical expression in calves with specific passive immunity. BMC Veterinary Research, 2015, 11: 76 (doi: 10.1186/s12917-015-0389-6).
  • Thomas L.H., Slott E.J., Collins A.P., Jebbett J. Experimental pneumonia in gnotobiotic calves produced by respiratory syncytial virus. British Journal of Experimental Pathology, 1984, 65: 19-28.
  • Tjørnehøj K., Uttenthal A., Viuff B., Larsen L.E., Røntved C., Rønsholt L. An experimental infection model for reproduction of calf pneumonia with bovine respiratory syncytial virus (BRSV) based on one combined exposure of calves. Research in Veterinary Science, 2003, 74(1): 55-65 (doi: 10.1016/s0034-5288(02)00154-6).
  • Yaman T., Büyükbayram H., Özyıldız Z., Terzi F., Uyar A., Keles Ö.F., Özsoy Ş.Y., Yener Z. Detection of bovine respiratory syncytial virus, Pasteurella multocida, and Mannheimia haemolyticaby immunohistochemical method in naturally-infected cattle. Journal of Veterinary Research, 2018, 62(4): 439-445 (doi: 10.2478/jvetres-2018-0070).
  • Thonur L., Maley M., Gilray J., Crook T., Laming E., Turnbull D., Nath M., Willoughby K. One-step multiplex real time RT-PCR for the detection of bovine respiratory syncytial virus, bovine herpesvirus 1 and bovine parainfluenza virus 3. BMC Veterinary Research, 2012, 8: 37 (doi: 10.1186/1746-6148-8-37).
  • Zhang W., Liu X., Liu M., Ma B., Xu L., Wang J. Development of a multiplex PCR for simultaneous detection of Pasteurella multocida, Mannheimia haemolytica and Trueperella pyogenes. Acta Veterinaria Hungarica, 2017, 65(3): 327-339 (doi: 10.1556/004.2017.032).
Еще
Статья научная