Выявление устойчивости к антибиотикам у возбудителя гистофилеза крупного рогатого скота Histophilus somni
Автор: Яцентюк С.П., Поболелова Ю.И., Рудняев Д.А., Лаишевцев А.И., Капустин А.В.
Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology
Рубрика: Ветеринарная микробиология
Статья в выпуске: 2 т.56, 2021 года.
Бесплатный доступ
Микроорганизм Histophilus somni (сем. Pasteurellaceae ) часто встречается у крупного рогатого скота (КРС), осложняет течение респираторных вирусных заболеваний и может вызывать мультисистемное заболевание, известное как гистофилез. Для лечения заболеваний, вызванных микроорганизмами семейства Pasteurellaceae , наиболее часто применяются аминогликозиды, сульфаниламиды, бета-лактамы, тетрациклины и макролиды, в связи с чем можно ожидать формирование устойчивости H. somni к препаратам этих групп. В настоящей работе впервые охарактеризована устойчивость к антимикробным препаратам изолятов H. somni , выделенных от КРС на территории Российской Федерации. Впервые установлена циркуляция резистентных штаммов H. somni в российских животноводческих хозяйствах. Нашей целью было изучение антибиотикорезистентности циркулирующих штаммов Histophilus somni с помощью фенотипических и генотипических методов и оценка возможности использования ПЦР для прогнозирования устойчивости H. somni к антимикробным средствам нескольких групп. Молекулярно-генетическое определение антибиотикорезистентности проводилось на основе идентификации генов blaOXA-2, sul2, strA, strB, aadA25, aphA1, tetH. В работе использовали культуры H. somni , выделенные в 2018-2019 годах из биологического материала (паренхиматозные органы, смывы, сперма) крупного рогатого скота разных пород, возрастных, половых и физиологических групп (всего 145 животных). Чувствительность изолятов H. somni к 13 антибактериальным препаратам, относящимся к 4 классам (аминогликозидам, бета-лактамам, тетрациклинам и сульфаниламидам), тестировали диско-диффузионным методом. ДНК выделяли из культур H. somni и использовали для выявления генетических детерминант устойчивости к антибиотикам. Изоляты H. somni были протестированы на наличие семи генов устойчивости к антибиотикам ( tetH , blaOXA-2 , aadA25 , strA , strB , aphA1 , sul2 ) методом ПЦР с электрофоретической детекцией и гибридизационно-флуоресцентной детекцией продуктов амплификации в режиме реального времени. Всего были выделены и идентифицированы 18 изолятов H . somni , при этом вырастить в достаточном количестве и оценить на чувствительность к антибиотикам удалось лишь 12 образцов. Наибольшую фенотипическую устойчивость выявили к аминогликозидам: резистентность к стрептомицину составляла 50 %, а устойчивость к неомицину превышала 40 %. У устойчивых образцов были обнаружены гены резистентности aadA25 , strA , strB и aphA1 . Резистентность к сульфаниламидам также оказалась велика и была выявлена у 33 % образцов, в каждом из которых методом ПЦР идентифицировали ген устойчивости sul2 . По результатам микробиологического исследования чувствительность к пенициллинам составила 75 %, к цефалоспоринам приближалась к 100 %. Чувствительность к препаратам группы тетрациклинов оказалась выше 80 %. При этом гены устойчивости к тетрациклинам ( tetH ) и пенициллинам ( blaOXA-2 ) обнаружены не были. По-видимому, устойчивость образцов была обусловлена другими механизмами резистентности. Мультирезистентными оказались два изолята H. somni : они проявляли устойчивость к препаратам классов аминогликозидов, бета-лактамов и тетрациклинов. Четыре образца показали устойчивость к препаратам сразу двух различных групп антибиотиков: два образца - к аминогликозидам и сульфаниламидам (в них были идентифицированы гены strA , strB , aadA25 , aphA1 и sul2 ), два образца - к аминогликозидам и бета-лактамам (у них обнаружили только гены устойчивости к аминогликозидам aadA25 и strA ). За исключением образцов, устойчивых к тетрациклинам и пенициллинам, в которых не были выявлены ожидаемые генетические детерминанты резистентности, все наблюдаемые фенотипы устойчивости к противомикробным препаратам соответствовали результатам ПЦР-исследования. Сочетание генотипического и фенотипического методов определения антибиотикорезистентности способствует лучшему пониманию механизмов устойчивости бактерий к антимикробным препаратам, а также позволяет повысить эффективность мониторинга антибиотикорезистентности микроорганизмов, выделяемых от продуктивных животных.
Histophilus somni, пцр, антибиотикорезистентность, гистофилез, крупный рогатый скот, крс
Короткий адрес: https://sciup.org/142229477
IDR: 142229477 | DOI: 10.15389/agrobiology.2021.2.304rus
Список литературы Выявление устойчивости к антибиотикам у возбудителя гистофилеза крупного рогатого скота Histophilus somni
- Gershwin L.J., Berghaus L.J., Arnold K., Anderson M.L., Corbeil L.B. Immune mechanisms of pathogenetic synergy in concurrent bovine pulmonary infection with Haemophilus somnus and bovine respiratory syncytial virus. Veterinary Immunology and Immunopathology, 2005, 107(1-2): 119-130 (doi: 10.1016/j.vetimm.2005.04.004).
- Harris F.W., Janzen E.D. The Haemophilus somnus disease complex (hemophilosis): a review. Canadian Veterinary Journal, 1989, 30(10): 816-822.
- O'Toole D., Sondgeroth K.S. Histophilosis as a natural disease. In: Current topics in microbiology and immunology, vol. 396 /T.J. Inzana (ed.). Springer Cham, 2016: 15-48 (doi: 10.1007/82_2015_5008).
- Corbeil L.B., Widders P.R., Gogolewski R., Arthur J., Inzana T.J., Ward A.C. Haemophilus somnus: bovine reproductive and respiratory disease. Canadian Veterinary Journal, 1986, 27(2): 90-93.
- DeDonder K.D., Apley M.D. A literature review of antimicrobial resistance in pathogens associated with bovine respiratory disease. Animal Health Research Reviews, 2015, 16(2): 125-134 (doi: 10.1017/S146625231500016X).
- Peek S.F., Ollivett T.L., Divers T.J. Rebhun's diseases of dairy cattle. Elsevier, Saunders, 2018, 4: 94-167 (doi: 10.1016/C2013-0-12799-7).
- Cameron A., McAllister T.A. Antimicrobial usage and resistance in beef production. Journal of Animal Science and Biotechnology, 2016, 7: 68 (doi: 10.1186/s40104-016-0127-3).
- Timsit E., Hallewell J., Booker C., Tison N., Amat S., Alexander T.W. Prevalence and antimicrobial susceptibility of Mannheimia haemolytica, Pasteurella multocida, and Histophilus somni isolated from the lower respiratory tract of healthy feedlot cattle and those diagnosed with bovine respiratory disease. Veterinary Microbiology, 2017, 208: 118-125 (doi: 10.1016/j.vetmic.2017.07.013).
- Magstadt D.R., Schuler A.M., Coetzee J.F., Krull A.C., O'Connor A.M., Cooper V.L., Engelken T.J. Treatment history and antimicrobial susceptibility results for Mannheimia haemolytica, Pasteurella multocida, and Histophilus somni isolates from bovine respiratory disease cases submitted to the Iowa State University Veterinary Diagnostic Laboratory from 2013 to 2015. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 2018, 30(1): 99-104 (doi: 10.1177/1040638717737589).
- Watts J.L., Yancey R.J. Jr., Salmon S.A., Case C.A. A 4-year survey of antimicrobial susceptibility trends for isolates from cattle with bovine respiratory disease in North America. Journal of Clinical Microbiology, 1994, 32(3): 725-731 (doi: 10.1128/JCM.32.3.725-731.1994).
- Welsh R.D., Dye L.B., Payton M.E., Confer A.W. Isolation and antimicrobial susceptibilities of bacterial pathogens from bovine pneumonia: 1994-2002. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 2004, 16(5): 426-431 (doi: 10.1177/104063870401600510).
- Portis E., Lindeman C., Johansen L. Stoltman G. A ten-year (2000-2009) study of antimicrobial susceptibility of bacteria that cause bovine respiratory disease complex — Mannheimia haemolytica, Pasteurella multocida, and Histophilus somni — in the United States and Canada. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 2012, 24(5): 932-944 (doi: 10.1177/1040638712457559).
- Goldspink L.K., Mollinger J.L., Barnes T.S., Groves M., Mahony T.J., Gibson J.S. Antimicrobial susceptibility of Histophilus somni isolated from clinically affected cattle in Australia. The Veterinary Journal, 2015, 203(2): 239-243 (doi: 10.1016/j.tvjl.2014.12.008).
- Bhatt K., Timsit E., Rawlyk N., Potter A., Liljebjelke K. Integrative conjugative element ICEHs1 encodes for antimicrobial resistance and metal tolerance in Histophilus somni. Frontiers in veterinary science, 2018, 5: 153 (doi: 10.3389/fvets.2018.00153).
- Lamm C.G., Love B.C., Krehbiel C.R., Johnson N.J., Step D.L. Comparison of antemortem antimicrobial treatment regimens to antimicrobial susceptibility patterns of postmortem lung isolates from feedlot cattle with bronchopneumonia. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 2012, 24(2): 277-282 (doi: 10.1177/1040638711428149).
- Hendriksen R.S., Mevius D.J., Schroeter A., Teale C., Meunier D., Butaye P., Franco A., Uti-nane A., Amado A., Moreno M., Greko C., Stark K., Berghold C., Myllyniemi A.L., Wasyl D., Sunde M., Aarestrup F.M. Prevalence of antimicrobial resistance among bacterial pathogens isolated from cattle in different European countries: 2002-2004. Acta Veterinaria Scandinavica, 2008, 50(1): 28 (doi: 10.1186/1751-0147-50-28).
- De Jong A., Thomas V., Simjee S., Moyaert H., El Garch F., Maher K., Morrissey I., Butty P., Klein U., Marion H., Rigaut D., Vallé M. Antimicrobial susceptibility monitoring of respiratory tract pathogens isolated from diseased cattle and pigs across Europe: the VetPath study. Veterinary Microbiology, 2014, 172(1-2): 202-215 (doi: 10.1016/j.vetmic.2014.04.008).
- Глотова Т.И., Глотов А.Г., Терентьева Т.Е., Кунгурцева О.В., Войтова К.В. Пастереллез крупного рогатого скота на молочных комплексах: частота выделения и характеристика культур. Российский ветеринарный журнал, 2012, 3: 32-35.
- Owen J.R., Noyes N., Young A.E., Prince D.J., Blanchard P.C., Lehenbauer T.W., Aly S.S., Davis J.H., O'Rourke S.M., Abdo Z., Belk K., Miller M.R., Morley P., Van Eenennaam A.L. Whole-genome sequencing and concordance between antimicrobial susceptibility genotypes and phenotypes of bacterial isolates associated with bovine respiratory disease. G3 Genes\Genomes\Ge-netics, 2017, 7(9): 3059-3071 (doi: 10.1534/g3.117.1137).
- Stanford K., Zaheer R., Klima C., McAllister T., Peters D., Niu Y.D., Ralston B. Antimicrobial resistance in members of the bacterial bovine respiratory disease complex isolated from lung tissue of cattle mortalities managed with or without the use of antimicrobials. Microorganisms, 2020, 8(2): 288 (doi: 10.3390/microorganisms8020288).
- Michael G.B., Bossé J.T., Schwarz S. Antimicrobial resistance in Pasteurellaceae of veterinary origin. In: Antimicrobial resistance in bacteria from livestock and companion animals /S. Schwarz, L. Ca-vaco, J. Shen (eds.). ASM Press, Washington, DC, 2018: 331-363 (doi: 10.1128/microbi-olspec.ARBA-0022-2017).
- D'Amours G.H., Ward T.I., Mulvey M.R., Read R.R., Morck D.W. Genetic diversity and tetra-cycline resistance genes of Histophilus somni. Veterinary Microbiology, 2011, 150(3-4): 362-372 (doi: 10.1016/j.vetmic.2011.02.051).
- CLSI. Performance standards for antimicrobial disk and dilution susceptibility tests for bacteria isolated from animals. 4th Edition. CLSI supplement Vet08. Clinical and Laboratory Standards Institute, Wayne PA, 2018.
- Яцентюк С.П., Рудняев Д.А., Поболелова Ю.И., Козлова А.Д. Выявление ДНК Histophilus somni в сперме крупного рогатого скота методом полимеразной-цепной реакции в режиме реального времени. Вопросы нормативно-правового регулирования в ветеринарии, 2020, 1: 58-59 (doi: 10.17238/issn2072-6023.2020.1.58).
- Klima C.L., Zaheer R., Cook S.R., Booker C.W., Hendrick S., Alexander T.W., McAllister T.A. Pathogens of bovine respiratory disease in North American feedlots conferring multidrug resistance via integrative conjugative elements. Journal of Clinical Microbiology, 2014, 52(2): 438448 (doi: 10.1128/JCM.02485-13).
- Wang Z., Kong L.C., Jia B.Y., Liu S.M., Jiang X.Y., Ma H.X. Aminoglycoside susceptibility of Pasteurella multocida isolates from bovine respiratory infections in China and mutations in ribo-somal protein S5 associated with high-level induced spectinomycin resistance. The Journal of Veterinary Medical Science, 2017, 79(10): 1678-1681 (doi: 10.1292/jvms.17-0219).