Вопросы репродукции. Рубрика в журнале - Сельскохозяйственная биология
Статья научная
Повреждение сперматозоидов в цикле замораживания-оттаивания приводит к снижению функциональности и уменьшению получаемого потомства. Поэтому обеспечение сохранности цитологической целостности сперматозоидов - обязательное условие для практического использования криоконсервации в репродукции сельскохозяйственной птицы. В представленной работе впервые показано, что при использовании наночастицы ZnO (концентрация 50 мкг/100 мл) в составе криопротекторных сред для замораживания спермы петухов наночастицы могут оказывать контрацептивное действие и снижать функциональность оттаянных сперматозоидов, при этом доказано преимущество использования в составе криозащитных сред инозитола. Целью работы была оценка воздействия антиоксидантов естественного происхождение (инозитол) и/или наночастиц ZnO в составе криопротекторных сред на структурно-функциональное состояние заморожено-оттаянных сперматозоидов петухов. Исследования проводили в 2023 году на петухах (Gallus gallus domesticus L.) русской белой породы яичного направления продуктивности (n = 23) в возрасте 39-44 нед из биоресурсной коллекции Генетическая коллекция редких и исчезающих пород кур (ВНИИГРЖ, г. Санкт-Петербург). Отбор петухов по качеству семени проводили в соответствии с ГОСТ 27267-2017 (М., 2017). Объем эякулята (мл) измеряли градуированной пипеткой, концентрацию сперматозоидов (млрд/мл) - с использованием фотометра (Accuread Photometer, «IMV Technologies», Великобритания), общую подвижность (ОП, %) - на микроскопе Микромед МС-12 («Ningbo Sheng Heng Optics & Electronics Co Ltd.», Китай) при увеличении ×100. Полученные эякуляты объединяли и делили на 4 равные аликвоты (по числу разбавителей), затем разбавляли криопротекторными средами в соотношении 1:1. Использовали следующие криозащитные среды: ЛКС (контроль), Mal20, Mal20 + Inositol (содержание инозитола 11,25 ммоль), Mal20 + НЧ ZnO (размер наночастиц 14 нм; 50 мкг). Образцы замороженного семени хранили в сосудах Дьюара не менее 55 сут. Анализ общей и прогрессивной подвижности сперматозоидов проводили с помощью визуализирующей системы CASA АргусСофт-Poultry («АргусСофт», Россия). Жизнеспособность оценивали методом окрашивания красителем эозин-нигрозин (EN), визуализировали на фазово-контрастном микроскопе Motic BA410E («Motic», Китай) при увеличении ½1000. Определяли целостность акросом сперматозоидов нативного и заморожено-оттаянного семени. При оценке живых клеток и клеток в состоянии апоптоза использовали набор для проточной цитометрии V-AF488 (ООО «Люмипроб РУС», Россия). Для окрашивания активных митохондрий и измерения мембранного потенциала митохондрий в живых клетках использовали митохондриальный маркер Mito TMRE (тетраметилродамин, этиловый эфир; «Lumiprobe», Россия) на проточном цитометре Cytoflex («Beckman Coulter, Inc.», США). При определении содержания внутриклеточного АФК (H2O2) в живых сперматозоидах использовали набор для проточной цитометрии H2DCFDA (2',7'-дихлородигидрофлуоресцеин диацетат) (ООО «Люмипроб РУС», Россия). Интенсивность флуоресценции оттаянных сперматозоидов определяли с помощью платформы Flow Cytometry Analysis (https://floreada.io/). Фертильность заморожено-оттаянного семени оценивали с помощью искусственного осеменения кур. Формировали 3 группы кур (не менее 15 гол. в каждой), осеменяли 3 раза по схеме: 2 сут подряд и через 1 сут. Для осеменения использовали сперму, замороженную в средах ЛКС (контроль), Mal20 + Inositol, Mal20 + НЧ ZnO. Использование среды Mal20 + Inositol позволило повысить жизнеспособность оттаянных сперматозоидов на ~ 4 % (p 2O2 в оттаянных сперматозоидах, которые были заморожены в среде Mal20 + НЧ ZnO, оцененное по показателю медианного значения интенсивности флуоресценции (FI), было на 9,2 % меньше, чем у клеток, замороженных с ЛКС (контроль). Показатели оплодотворенности яиц после осеменения оттаянным семенем с НЧ ZnO были критически низкими 2,5-8,8 %, тогда как при использовании инозитола составляли 73,8-77,9 %, что было на ~ 10 % выше контроля. Таким образом, применение антиоксидантов различной природы в составе криопротекторных сред может оказывать неоднозначное влияние на сохранность субклеточных структур оттаянных сперматозоидов. Полученные результаты свидетельствуют о перспективности использования комбинации сахаридов (фруктоза и мальтоза) и полиола (инозитол) в составе криозащитных сред для семени петухов.
Бесплатно
Статья научная
Известно, что гипоталамо-гипофизарно-тиреоидная ось участвует в эндокринном контроле функции яичников у млекопитающих, однако ее роль в регуляции развития овариальных структурных компонентов у птиц до сих пор не ясна. Наличие в яичнике птиц тиреоидных рецепторов, дейодиназ и клеточных транспортеров для тиреоидных гормонов указывает на функционирование путей, опосредующих влияние гормонов щитовидной железы на овариальные фолликулы. Завершающие стадии фолликулогенеза у птиц тесно сопряжены с овуляторным циклом, в течение которого происходят изменения в экспрессии различных регуляторных факторов, приводящих к изменению содержания в крови половых стероидных гормонов и чувствительности к ним фолликулярных клеток. Нами впервые проведен сравнительный анализ уровней тиреоидных гормонов и тиреотропного гормона на разных стадиях овуляторного цикла и охарактеризована их ассоциация с содержанием овариальных стероидных гормонов в крови домашней курицы (Gallus domesticus L.). Целью настоящего исследования было изучение возможного участия гормонов гипофизарно-тиреоидной оси в физиологических процессах, контролирующих овуляцию у кур-несушек. Для исследований были отобраны 15 кур породы Hisex White в возрасте 27-28 нед, несущих непрерывно не менее 7 яиц. Кровь брали через 1,5; 6,5; 11, 16 и 21 ч после овуляции. В плазме крови методом иммуноферментного анализа определяли концентрацию общего и свободного тироксина (Т4), общего и свободного трийодтиронина (Т3), реверсивного Т3 (rT3), тиреотропного гормона (ТТГ), а также прогестерона, тестостерона и эстрадиола-17β. Анализ содержания половых стероидных гормонов в крови кур подтвердил его преовуляторное повышение через 21 ч после предшествующей овуляции. У исследованных птиц не наблюдалось существенного изменения уровней общего Т4 и общего Т3 в течение овуляторного цикла. В то же время через 16-21 ч после овуляции содержание rT3 в крови было в 1,2-1,3 раза ниже (p function show_abstract() { $('#abstract1').hide(); $('#abstract2').show(); $('#abstract_expand').hide(); }
Бесплатно
Статья научная
Гормоны щитовидной железы оказывают множественные эффекты у позвоночных, регулируя рост, развитие и функции многих органов, в том числе входящих в репродуктивную систему. Тиреоидные гормоны также могут участвовать в регуляции раннего старения яичников и поддержании запаса овариальных фолликулов. В овариальных фолликулах птиц, включая кур, обнаружены компоненты тиреоидной системы, обеспечивающие реализацию регуляторного влияния гормонов щитовидной железы на клетки-мишени. Нами впервые проведен сравнительный анализ пролиферативной и стероидогенной активности культивируемых клеток гранулезы и теки из двух самых зрелых преовуляторных фолликулов у кур-несушек породы Hisex White разного возраста и репродуктивного статуса при воздействии трийодтиронина (Т3) - наиболее биологически активного тиреоидного гормона. Целью работы было изучение in vitro влияния Т3 на функциональную активность клеток из преовуляторных фолликулов домашней курицы (Gallus domesticus L.) в связи с процессом репродуктивного старения. В экспериментах использовали молодых кур в возрасте 27-34 нед с длинным циклом яйцекладки (n = 6) и репродуктивно постаревших птиц в возрасте 74-94 нед с коротким циклом яйцекладки (n = 6). Клетки гранулезы и теки выделяли из двух самых больших желтых фолликулов F1 и F2. Фолликулярные клетки культивировали в среде, содержащей 3 % фетальной бычьей сыворотки, в течение 48 ч (гранулеза) или 96 ч (тека) в отсутствие (контроль) или в присутствии Т3 в различных концентрациях (0,5-8,0 нг/мл). После культивирования в средах определяли концентрацию половых стероидных гормонов методом ИФА или оценивали пролиферативную активность клеток фотоколориметрически с использованием реагента ССК-8. У молодых кур Т3 в концентрации 1,0-8,0 нг/мл повышал в 1,1-1,2 раза (p function show_abstract() { $('#abstract1').hide(); $('#abstract2').show(); $('#abstract_expand').hide(); }
Бесплатно
