Популяционно-генетическая характеристика домашнего северного оленя в Республике Якутия на основании полногеномного SNP анализа

Автор: Харзинова В.Р., Доцев А.В., Соловьева А.Д., Федоров В.И., Охлопков И.М., Виммерс К., Рейер Х., Брем Г., Зиновьева Н.А.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Структура генома и генетическое разнообразие

Статья в выпуске: 4 т.52, 2017 года.

Бесплатный доступ

Республика Саха (Якутия) - один из основных оленеводческих регионов Российской Федерации. Из четырех утвержденных пород северного оленя ( Rangifer tarandus ) в республике разводят три - эвенскую, эвенкийскую и чукотскую (харгин). Многолетнее снижение поголовья домашних северных оленей в настоящее время приостановлено, но для сохранения популяции и нивелирования неблагоприятных последствий сокращения численности необходимы современные подходы для оценки генетического разнообразия. Наиболее востребован для этих целей анализ однонуклеотидных полиморфизмов (single nucleotide polymorphism, SNP) с помощью ДНК-микроматриц (ДНК-чипов). В настоящей работе с использованием Bovine SNP50 BeadChip проведено генотипирование и дана популяционно-генетическая характеристика трех пород домашнего северного оленя, разводимых на территории Республики Саха (Якутия). Биологическим материалом для исследований служили образцы ткани уха животных эвенской (EVN, n = 8), эвенкийской (EVK, n = 11) и чукотской (харгин) пород (CHU, n = 7). Программное обеспечение PLINK 1.07 применяли для проведения контроля качества генотипирования. Для статистической обработки данных использовали программное обеспечение PLINK 1.07, Admixture 1.3, R пакеты diveRsity и VennDiagram с последующей визуализацией в R пакетах pophelper и ggplot2. По результатам контроля качества для дальнейшего анализа было отобрано 512 полиморфных SNP. Анализ диаграммы Венна показал, что олени эвенской и эвенкийской пород имели максимальное число уникальных полиморфизмов (14 SNP). У оленей чукотской породы детектировали 11 таких SNP. При расчете основных внутрипопуляционных параметров оказалось, что представители чукотской породы характеризуются более высоким генетическим разнообразием (Ho = 0,180±0,011, He = 0,156±0,008, Ar = 1,488±0,022), а также более высоким избытком гетерозигот (FIS = -0,124) по сравнению с эвенкийской (Ho = 0,161±0,009, He = 0,153±0,008, Ar = 1,487±0,020, FIS = -0,047) и эвенской (Ho = 0,164±0,010, He = 0,149±0,008, Ar = 1,471±0,021, FIS = -0,089) породами. Результаты многомерного шкалирования (MDS) и расчета попарных генетических дистанций (FST) показали, что наибольшей генетической близостью характеризуются олени эвенской и эвенкийской пород. Адмикс-анализ выявил высокую степень генетической обособленности каждой из исследуемых пород. Вместе с тем среди CHU и EVK были обнаружены особи, имеющие смешанное генетическое происхождение, близкое к EVN. Таким образом, мы успешно использовали ДНК-чип, разработанный для крупного рогатого скота, при генетической дифференциации пород северного оленя. Полученные данные найдут применение в разработке программ сохранения и рационального использования этого важнейшего для человека вида животных.

Еще

Одиночный нуклеотидный полиморфизм, генетическое разнообразие, породы северного оленя

Короткий адрес: https://sciup.org/142214061

IDR: 142214061   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2017.4.669rus

Список литературы Популяционно-генетическая характеристика домашнего северного оленя в Республике Якутия на основании полногеномного SNP анализа

  • Азарова Л.В. Современное состояние оленеводства в Якутии. Молодой ученый, 2013, 5: 831-833.
  • Роббек Н.С., Абрамов А.Ф. Эвенская порода оленей Якутии: мясная продуктивность, биологическая и пищевая ценность: монография/Под ред. А.Д. Решетникова. Новосибирск, 2017 (ISBN 978-5-4379-0519-7).
  • Окороков А.И. О состоянии и развитии домашнего северного оленеводства в Республике Саха (Якутия). Вестник Северо-Восточного федерального университета имени М.К. Аммосова, 2013, 10(3): 36-41.
  • Сыроватский Д.И. Меры пресечения спада оленеводства. Достижения науки и техники АПК, 2006, 5: 10-11.
  • Президентская программа социально-экономического развития села Республики Саха (Якутия) на 2002-2006 годы. Утв. распоряжением Президента Республики Саха (Якутия) от 23 декабря 2002 года ¹ 328-РП.
  • Закон Республики Саха (Якутия) от 11 июля 2007 года, З ¹ 991-III. О государственной целевой программе «Социально-экономическое развитие села Республики Саха (Якутия) на 2007-2011 годы».
  • Государственная целевая программа «Социально-экономическое развитие села Республики Саха (Якутия) на 2012-2016 годы». Утв. Распоряжением Правительства РС (Я) № 1394-р от 24.12.2011 г.
  • Алексеев Е.Д. Технология круглогодичного изгородного содержания домашних оленей в условиях таежной зоны Якутии. Автореф. канд. дис. Якутск, 2009.
  • Племенная работа в оленеводстве. Информационный портал ФГБОУ ВО «Якутская государственная сельскохозяйственная академия», Институт дополнительного профессионального образования. Режим доступа: http://reindeer.sakha-plem.ru/plemennaya-rabota-v-olenevodstve/. Без даты.
  • Мухачев А.Д. Оленеводство. М., 1990 (ISBN 5-10-000725-7).
  • Roed K.H. Genetic differences at the transferrin locus in Norwegian semidomestic and wild reindeer (Rangifer tarandus L.). Hereditas, 1985, 102: 199-206.
  • Shubin P.N. Genetics transferrin of European reindeer and moose. Genetics, 1988, 5(1): 37-41.
  • Flagstad O., Røed K.H. Refugial origins of reindeer (Rangifer tarandus L.) inferred from mitochondrial DNA sequences. Evolution, 2003, 57(3): 658-670.
  • Cronin M.A., MacNeil M.D., Patton J.C. Variation in mitochondrial DNA and microsatellite DNA in caribou (Rangifer tarandus) in North America. J. Mammalogy, 2005, 86: 495-505.
  • Ball M.C., Finnegan L., Manseau M., Wilson P. Integrating multiple analytical approaches to spatially delineate and characterize genetic population structure: an application to boreal caribou (Rangifer tarandus caribou) in central Canada. Conserv. Genet., 2010, 11: 2131-2143 ( ) DOI: 10.1007/s10592-010-0099-3
  • McDevitt A.D., Mariani S., Hebblewhite M., De Cesare N.J., Morgantini L., Seip D., Weckworth B.V., Musiani M. Survival in the Rockies of an endangered hybrid swarm from diverged caribou (Rangifer tarandus) lineages. Mol. Ecol., 2009, 18: 665-679 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-294X.2008.04050.x
  • Wilson G.A., Strobeck C., Wu L., Coffin J.W. Characterization of microsatellite loci in caribou Rangifer tarandus, and their use in other artiodactyls. Mol. Ecol., 1997, 65: 697-699 ( ) DOI: 10.1046/j.1365-294X.1997.00237.x
  • Харзинова В.Р., Гладырь Е.А., Федоров В.И., Романенко Т.М., Шимит Л.Д., Лайшев К.А., Калашникова Л.А., Зиновьева Н.А. Разработка мультиплексной панели микросателлитов для оценки достоверности происхождения и степени дифференциации популяций северного оленя (Rangifer tarandus). Сельскохозяйственная биология, 2015, 50(6): 756-765 ( ) DOI: 10.15389/agrobiology.2015.6.756rus
  • Kharzinova V.R., Dotsev A.V., Kramarenko A.S, Layshev K.A., Romanenko T.M., Solov'eva A.D., Deniskova T.E., Kostyunina O.V., Brem G., Zinovieva N.A. Study of the allele pool and the degree of genetic Introgression of semi-domesticated and wild populations of reindeer (Rangifer tarandus L., 1758) using microsatellites. Agricultural Biology, 2016, 51(6): 811-823 ( ) DOI: 10.15389/agrobiology.2016.6.811eng
  • Денискова Т.Е., Сермягин А.А., Багиров В.А., Охлопков И.М., Гладырь Е.А., Иванов Р.В., Брем Г., Зиновьева Н.А. Сравнительное исследование информативности STR и SNP маркеров для внутривидовой и межвидовой дифференциации рода Ovis. Генетика, 2016, 52(1): 90-96 ( ) DOI: 10.7868/S0016675816010021
  • Li J., Butler J.M., Tan J., Lin H., Royer S., Ohler L., Shaler T.A., Hunter J.M., Pollart D.J., Monforte J.A., Becker C.H. Single nucleotide polymorphism determination using primer extension and time off mass spectrometry. Electrophoresis, 1999, 20: 1258-1265.
  • Crow J.F. Spontaneous mutation as a risk factor. Exp. Clin. Immunogenet., 1995, 12: 121-128.
  • Li W.H., Ellsworth D.L., Krushkal J., Chang B.H., Hewett-Emmet D. Rates of nucleotide substitution in primates and rodents and the generation-time effect hypothesis. Mol. Phylogenet. Evol., 1996, 5: 182-187.
  • The Bovine HapMap Consortium Genome-Wide Survey of SNP Variation Uncovers the Genetic Structure of Cattle Breeds. Science, 2009, 324: 528-532.
  • NCBI Resource Coordinators. Database resources of the National Center for Biotechnology Information. Nucleic Acids Research, 2015, 43: 6-17 ( ) DOI: 10.1093/nar/gku1130
  • Wade C.M., Giulotto E., Sigurdsson S., Zoli M., Gnerre S., Imsland F., Lear T.L., Adelson D.L., Bailey E., Bellone R.R., Blöcker H., Distl O., Edgar R.C., Garber M., Leeb T., Mauceli E. Genome sequence, comparative analysis, and population genetics of the domestic horse. Science, 2009, 326: 865-867 ( ) DOI: 10.1126/science.1178158
  • Archibald A.L., Bolund L., Churcher C., Fredholm M., Groenen M.A., Harlizius B., Lee K.T., Milan D., Rogers J., Rothschild M.F., Uenishi H., Wang J., Schook L.B., Swine Genome Sequencing Consortium. Pig genome sequence -analysis and publication strategy. BMC Genomics, 2010, 11: 438-442 ( ) DOI: 10.1186/1471-2164-11-438
  • Jiang Y., Xie M., Chen W. et al. The sheep genome illuminates biology of the rumen and lipid metabolism. Science, 2014, 344: 1168-1173 ( ) DOI: 10.1126/science.1252806
  • Hacia J.G., Collins F.S. Mutation analysis using oligonucleotide microarrays. J. Med. Genet., 1999, 36: 730-736.
  • Глазко В.И. Молекулярная биология для животноводства. Farm animals, 2012, 1: 24-29.
  • Seeb J.E., Carvalho G.R., Hauser L., Naish K., Roberts S., Seeb L.W. Single-nucleotide polymorphism (SNP) discovery and applications of SNP genotyping in nonmodel organisms. Molecular Ecology Resources, 2011, 11: 1-8 ( ) DOI: 10.1111/j.1755-0998.2010.02979.x
  • Pertoldi C., Wójcik J.M, Tokarska M., Kawałko A., Kristensen T.N., Loeschcke V., Gregersen V.R., Coltman D., Wilson G.A., Randi E., Henryon M., Bendixen C. Genome variability in European and American bison detected using BovineSNP50 BeadChip. Conservation Genetics, 2010, 11: 627-634.
  • Miller J.M., Poissant J., Kijas J.W., Coltman D.W., International Sheep Genomics Consortium. A genome-wide set of SNPs detects population substructure and long range disequilibrium in wild sheep. Molecular Ecology Resources, 2011, 11(2): 314-322 ( ) DOI: 10.1111/j.1755-0998.2010.02918.x
  • Ogden R., Baird J., Senn H., McEwing R. The use of cross-species genome-wide arrays to discover SNP markers for conservation genetics: a case study from Arabian and scimitar-horned oryx. Conservation Genetics Resources, 2012, 4: 471-473.
  • Haynes G.D., Latch E.K. Identification of novel single nucleotide polymorphisms (SNPs) in deer (Odocoileus spp.) using the BovineSNP50 BeadChip. PLoS ONE, 2012, 7: e36536 ( ) DOI: 10.1371/journal.pone.0036536
  • Денискова Т.Е., Охлопков И.М., Сермягин А.А., Гладырь Е.А., Багиров В.А., Сёлкнер И., Мамаев Н.В., Брем Г., Зиновьева Н.А. Полногеномное SNP-сканирование снежного барана Ovis nivicola. Доклады Академии наук, 2016, 469(5): 625-630.
  • Kasarda R., Moravcíková N., Židek R., Mészáros G., Kadlečík O., Trakovická A., Pokorádi J. Investigation of the genetic distances of bovids and cervids using BovineSNP50k BeadChip. Arch. Anim. Breed., 2015, 58: 57-63 ( ) DOI: 10.5194/aab-58-57-2015
  • Kharzinova V.R., Sermyagin A. A., Gladyr E.A., Okhlopkov I. M., Brem G., Zinovieva N.A. A study of applicability of SNP chips developed for bovine and ovine species to whole-genome analysis of reindeer Rangifer tarandus. Journal of Heredity, 2015, 106(6): 758-761 ( ) DOI: 10.1093/jhered/esv081
  • Purcell S., Neale B., Todd-Brown K., Thomas L., Ferreira M.A.R., Bender D., Maller J., Sklar P., de Bakker P.I., Daly M.J., Sham P.C. PLINK: a tool set for whole-genome association and population-based linkage analyses. American Journal of Human Genetics, 2007, 81: 559-575 ( ) DOI: 10.1086/519795
  • Fan J.B., Oliphant A., Shen R., Kermani B.G., Garcia F., Gunderson K.L., Hansen M., Steemers F., Butler S.L., Deloukas P., Galver L., Hunt S., McBride C., Bibikova M., Rubano T., Chen J., Wickham E., Doucet D., Chang W., Campbell D., Zhang B., Kruglyak S., Bentley D., Haas J., Rigault P., Zhou L., Stuelpnagel J., Chee M.S. Highly parallel SNP genotyping. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol., 2003, 68: 69-78.
  • Hartl D.L., Clark A.G. Principles of population genetics. Sunderland, Massachusetts, 1997.
  • Keenan K., McGinnity P., Cross T.F., Crozier W.W., Prodohl P.A. diveRsity: An R package for the estimation of population genetics parameters and their associated errors. Methods in Ecology and Evolution, 2013, 4: 782-788 ( ) DOI: 10.1111/2041-210X.12067
  • Weir B.S., Cockerham C.C. Estimating F-statistics for the analysis of population structure. Evolution, 1984, 38: 1358-1370.
  • Alexander D.H., Novembre J., Lange K. Fast model based estimation of ancestry in unrelated individuals. Genome Res., 2009, 19: 1655-1664 ( ) DOI: 10.1101/gr.094052.109
  • Francis R.M. pophelper: An R package and web app to analyse and visualise population structure. Molecular Ecology Resources, 2016 ( ) DOI: 10.1111/1755-0998.12509
  • Tokarska M., Marshall T., Kowalczyk R., Wójcik J.M., Pertoldi C., Kristensen T.N., Loeschcke V., Gregersen V.R., Bendixen C. Effective ness of microsatellite and SNP markers for parentage and identity analysis in species with low genetic diversity: the case of European bison. Journal of Heredity, 2009, 103: 326-332 ( ) DOI: 10.1038/hdy.2009.73
  • Oleński K., Kamiński S., Tokarska M., Hering D.M. Subset of SNPs for parental identification in European bison Lowland-Białowieża line (Bison bonasus bonasus). Conservation Genetics Resources, 2017, First Online 13 May 2017: 1-6 ( ) DOI: 10.1007/s12686-017-0768-3
Еще
Статья научная