Таксономическая и функциональная характеристика микробиоты рубца лактирующих коров под влиянием пробиотика целлобактерина+
Автор: Йылдырым Е.А., Лаптев Г.Ю., Ильина Л.А., Дуняшев Т.П., Тюрина Д.Г., Филиппова В.А., Бражник Е.А., Тарлавин Н.В., Дубровин А.В., Новикова Н.И., Солдатова В.В., Зайцев С.Ю.
Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology
Рубрика: Пробиотики в кормлении
Статья в выпуске: 6 т.55, 2020 года.
Бесплатный доступ
В настоящее время рационы дойных коров построены так, чтобы обеспечить максимальную скорость роста и продуктивность за короткий промежуток времени. Однако интенсивное ведение животноводства сказывается в первую очередь на здоровье животных, поскольку нарушаются свойственные жвачным пути обмена веществ. Использование подходов 16S-метагеномики позволяет оценить генетическое и метаболическое разнообразие микробиома коров и установить факторы, которые способствуют увеличению продуктивности и улучшению состояния здоровья. В настоящей работе с применением программного комплекса PICRUSt2 и MetaCyс впервые установлен факт усиления предсказанного функционального потенциала некоторых метаболических путей в микробиоме рубца коров, в рацион которых вводили штамм бактерии Enterococcus faecium 1-35 в составе пробиотика Целлобактерина+. Целью работы была оценка влияния Целлобактерина+ на зоотехнические показатели, состав микробиома рубца и функциональный потенциал микробиоты при введении препарата в рацион дойных коров. Эксперимент проводили в зимне-весенний период 2018 года на базе АО ПЗ «Пламя» (Ленинградская обл., Гатчинский р-н). По принципу аналогов были сформированы две группы (по 10 гол.) дойных коров ( Bos taurus taurus ) голштинизированной черно-пестрой породы 2-й и 3-й лактации со средним годовым удоем 7000-7500 кг. Пробиотик Целлобактерин+ (ООО «БИОТРОФ», г. Санкт-Петербург) вводили в рацион коров опытной группы из расчета 40 г/гол. Продолжительность опыта - 60 сут. Отбор проб рубцового содержимого (10-50 г) от трех коров из каждой группы проводили в конце эксперимента с использованием стерильного зонда. Параллельно отбирали натощак кровь для биохимического анализа из подхвостовой вены. Также определяли массовую долю жира, белка и число соматических клеток в молоке. Тотальную ДНК из исследуемых образцов выделяли с использованием набора Genomic DNA Purification Kit («Fermentas, Inc.», Литва). Амплификацию для последующего NGS-секвенирования (Veriti Thermal Cycler, «Life Technologies, Inc.», США) с эубактериальными праймерами (IDT) 343F (5´-CTCCTACGGRRSGCAGCAG-3´) и 806R (5´-GGACTACNVGGGTWTCTAAT-3´), фланкирующими участок V1V3 гена 16S рРНК. Метагеномное секвенирование (система MiSeq, «Illumina, Inc.», США) осуществляли с набором MiSeq Reagent Kit v3 («Illumina, Inc.», США). Таксономическую принадлежность микроорганизмов до рода определяли в программе RDP Classifier. Рассчитывали индекс a-биоразнообразия микробиома рубца Сhao1. Анализ микробного β-разнообразия выборок методом главных компонент проводили по методике Weighted UniFrac PCoA Emperor с использованием программного пакета QIIME. Реконструкцию и прогнозирование функционального содержания метагенома, семейств генов, ферментов осуществляли при помощи программного комплекса PICRUSt2 (v.2.3.0). Для анализа метаболических путей и ферментов пользовались базой данных MetaCyc (https://metacyc.org/). Скармливание пробиотика оказало достоверное влияние (р = 0,049) на повышение надоев, а также на снижение (р = 0,003) числа соматических клеток в молоке коров (на 38 тыс. · мл-1 · гол.-1). С помощью NGS-секвенирования была дана полная таксономическая и функциональная характеристика рубцовой микробиоты, включая некультивируемых представителей. Выявлены существенные различия между группами по 13 бактериальным родам. В частности, в рубце коров, получавших пробиотик Целлобактерин+ по сравнению контрольной группой снижалась доля представителей порядка Clostridia - бактерий родов Anaerofilum sp. (в 2,3 раза ниже, р ≤ 0,05) и Anaerostipes sp. (в 1,8 раза ниже, р ≤ 0,05), образующих в рубце лактат в качестве конечного продукта метаболизма глюкозы. В рубце животных, в рацион которых вводили Целлобактерин+, уменьшалась доля бактерий родов Campylo-bacter , Gemella , Mycoplasma , Shewanella (р ≤ 0,05) и Fusobacterium (в том числе F. necrophorum ) (p ≤ 0,001), среди которых нередко встречаются патогены. Изменения в таксономической структуре микробиоты рубца под воздействием биопрепарата были связаны с метаболическими сдвигами. Предсказанный функциональный потенциал семи метаболических путей оказался усилен у коров из опытной группы по сравнению с контрольной. Так, при интродукции пробиотического штамма бактерий в 3,5 раза (р ≤ 0,05) увеличивались прогнозируемые метаболические возможности микробиома, связанные с синтезом глиоксилата из аллантоина, и в 2,3 раза (p ≤ 0,05) - связанные с биосинтезом высокоценного для жвачных пропионата из L-глутамата. Полученные данные позволяют предположить важную роль биопрепарата для поддержания гомеостаза метаболических процессов.
Биопрепараты, целлобактерин+, лактирующие коровы, рубец, 16s-метагеномика, ngs-секвенирование, метаболизм
Короткий адрес: https://sciup.org/142229450
IDR: 142229450 | DOI: 10.15389/agrobiology.2020.6.1204rus
Список литературы Таксономическая и функциональная характеристика микробиоты рубца лактирующих коров под влиянием пробиотика целлобактерина+
- Freetly H.C., Dickey A., Lindholm-Perry A.K., Thallman R.M., Keele J.W., Foote A.P., Wells J.E. Digestive tract microbiota of beef cattle that differed in feed efficiency. Journal of Animal Science, 2019, 98(2): skaa008 (doi: 10.1093/jas/skaa008).
- Wang L., Zhang K., Zhang C., Feng Y., Zhang X., Wang X., Wu G. Dynamics and stabilization of the rumen microbiome in yearling Tibetan sheep. Scientific Reports, 2019, 9: 19620 (doi: 10.1038/s41598-019-56206-3).
- Li F., Li C., Chen Y., Liu J., Zhang C., Irving B., Fitzsimmons C., Plastow G., Guan L.L. Host genetics influence the rumen microbiota and heritable rumen microbial features associate with feed efficiency in cattle. Microbiome, 2019, 7: 92 (doi: 10.1186/s40168-019-0699-1).
- Chaucheyras-Durand F., Ossa F. REVIEW: The rumen microbiome: Composition, abundance, diversity, and new investigative tools. The Professional Animal Scientist, 2014, 30(1): 1-12 (doi: 10.15232/S1080-7446(15)30076-0).
- Xue M.Y., Sun H.Z., Wu X.H., Liu J.-X., Gua L.L. Multi-omics reveals that the rumen micro-biome and its metabolome together with the host metabolome contribute to individualized dairy cow performance. Microbiome, 2020, 8: 64 (doi: 10.1186/s40168-020-00819-8).
- Ильина Л.А. Содержание микроорганизмов в рубце телят разного возраста. Вестник мясного скотоводства, 2017, 3(99): 128-133.
- Schingoethe D.J. A 100-Year Review: Total mixed ration feeding of dairy cows. Journal of Dairy Science, 2017, 100(12): 10143-10150 (doi: 10.3168/jds.2017-12967).
- Uyeno Y., Shigemori S., Shimosato T. Effect of probiotics/prebiotics on cattle health and productivity. Microbes and Environments, 2015, 30(2): 126-132 (doi: 10.1264/jsme2.ME14176).
- Difford G.F., Plichta D.R., Levendahl P., Lassen J., Noel S.J., Hqjberg O., Wright A.G., Zhu Z., Kristensen L., Nielsen H.B., Guldbrandtsen B., Sahana G. Host genetics and the rumen micro-biome jointly associate with methane emissions in dairy cows. PLOS Genetics, 2018, 14(10): e1007580 (doi: 10.1371/journal.pgen.1007580).
- Matthews C., Crispie F., Lewis E., Reid M., O'Toole P.W., Cotter P.D. The rumen microbiome: a crucial consideration when optimising milk and meat production and nitrogen utilisation efficiency. Gut Microbes, 2019, 10(2): 115-132 (doi: 10.1080/19490976.2018.1505176).
- Ghorbani G.R., Morgavi D.P., Beauchemin K.A., Leedle J.A.Z. Effects of bacterial direct-fed microbials on ruminal fermentation, blood variables, and the microbial populations of feedlot cattle. Journal of Animal Science, 2002, 80(7): 1977-1985 (doi: 10.2527/2002.8071977x).
- Uyeno Y., Shigemori S., Shimosato T. Effect of probiotics/prebiotics on cattle health and productivity. Microbes and Environments, 2015, 30(2): 126-132 (doi: 10.1264/jsme2.ME14176).
- Fernández S., Fraga M., Silveyra E., Trombert A.N., Rabaza A., Pla M., Zunino P. Probiotic properties of native Lactobacillus spp. strains for dairy calves. Beneficial Microbes, 2018, 9(4): 613624 (doi: 10.3920/BM2017.0131).
- Лаптев Г.Ю., Новикова Н.И., Йылдырым Е.А., Ильина Л.А., Тарлавин Н.В. Микробиом сельскохозяйственных животных: связь со здоровьем и продуктивностью. СПб, 2020.
- Архипов А.В., Левченко В.И., Таланов Г.А., Фролова Л.А., Новиков В.Э. Методы ветеринарной клинической лабораторной диагностики. Справочник. М., 2004.
- Kim B.-R., Shin J., Guevarra R., Lee J.-H., Kim D.-W., Seol K.-H., Lee J.-H., Kim H.B., Isaacson R.E. Deciphering diversity indices for a better understanding of microbial communities. Journal of Microbiology and Biotechnology, 2017, 27(12): 2089-2093 (doi: 10.4014/jmb.1709.09027).
- Vázquez-Baeza Y., Pirrung M., Gonzalez A., Knight R. EMPeror: a tool for visualizing high-throughput microbial community data. Gigascience, 2013, 2(1): 16 (doi: 10.1186/2047-217X-2-16).
- Douglas G.M., Maffei V.J., Zaneveld J.R., Yurgel S.N., Brown J.R., Taylor C.M., Hut-tenhower C., Langille M.G.I. PICRUSt2 for prediction of metagenome functions. Nature Biotechnology, 2020, 38: 685-688 (doi: 10.1038/s41587-020-0548-6).
- Caspi R., Billington R., Fulcher C.A., Keseler I.M., Kothari A., Krummenacker M., Laten-dresse M., Midford P.E., Ong Q., Ong W.K., Paley S., Subhraveti P., Karp P.D. The MetaCyc database of metabolic pathways and enzymes. Nucleic Acids Research, 2018, 46(D1): 633-639 (doi: 10.1093/nar/gkx935).
- Spaniol J.S., Oltramari C.E., Locatelli M., Volpato A., Campigotto G., Stefani L., Da Silva A.S. Influence of probiotic on somatic cell count in milk and immune system of dairy cows. Comparative Clinical Pathology, 2014, 24(3): 48-52 (doi: 10.1007/s00580-014-1966-y).
- Olchowy T.W.J., Soust M., Alawneh J. The effect of a commercial probiotic product on the milk quality of dairy cows. Journal of Dairy Science, 2019, 102(3): 2188-2195 (doi: 10.3168/jds.2018-15411).
- Oikonomou G., Machado V.S., Santisteban C., Schukken Y.H., Bicalho R.C. Microbial diversity of bovine mastitic milk as described by pyrosequencing of metagenomic 16s rDNA. PLoS One, 2012, 7(10): e47671 (doi: 10.1371/journal.pone.0047671).
- Lebeer S., Vanderleyden J., De Keersmaecker S.C. Host interactions of probiotic bacterial surface molecules: comparison with commensals and pathogens. Nature Reviews Microbiology, 2010, 8(3): 171-184 (doi: 10.1038/nrmicro2297).
- Klaenhammer T.R., Kleerebezem M., Kopp M.V., Rescigno M. The impact of probiotics and prebiotics on the immune system. Nature Reviews Immunology, 2012, 12(10): 728-734 (doi: 10.1038/nri3312).
- Розенберг Г.С. Информационный индекс и разнообразие: Больцман, Котельников, Шеннон, Уивер. Самарская Лука: проблемы региональной и глобальной экологии, 2010, 19(2): 4-25.
- Скопина М.Ю., Васильева А.А., Першина Е.В., Пиневич А.В. Разнообразие малочисленности: феномен "Разреженной бактериальной биосферы". Микробиология, 2016, 85(3): 248-260.
- Gasparic A., Marinsek-Logar R., Martin J., Wallace R.J., Nekrep F.V., Flint H.J. Isolation of genes encoding p-D-xylanase, p-D-xylosidase and a-L-arabinofuranosidase activities from the rumen bacterium Prevotella ruminicola B14. FEMS Microbiology Letters, 1995, 125(2-3): 135-141 (doi: 10.1111/j.1574-6968.1995.tb07349.x).
- Stevenson D.M., Weimer P.J. Dominance of Prevotella and low abundance of classical ruminal bacterial species in the bovine rumen revealed by relative quantification real-time PCR. Applied Microbiology and Biotechnology, 2007, 75(1): 165-174 (doi: 10.1007/s00253-006-0802-y).
- Bryant M.P., Small N., Bouma C., Chu H. Bacteroides ruminicola n. sp. and Succinimonas amy-lolytica; the new genus and species; species of succinic acid-producing anaerobic bacteria of the bovine rumen. Journal of Bacteriology, 1958, 76(1): 15-23 (doi: 10.1128/JB.76.1.15-23.1958).
- Blackburn T.H., Hungate R.H. Succinic acid turnover and propionate production in the bovine rumen. Applied Microbiology and Biotechnology, 1963, 11(2): 132-135.
- Reynolds C.K., Huntington G.B., Tyrrell H.F., Reynolds P.J. Net metabolism of volatile fatty acids, D-p-hydroxybutyrate, nonesterified fatty acids, and blood gases by portal-drained viscera and liver of lactating Holstein cows. Journal of Dairy Science, 1988 71(9): 2395-2405 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(88)79824-0).
- Bekele A.Z., Koike S., Kobayashi Y. Genetic diversity and diet specificity of ruminal Prevotella revealed by 16S rRNA gene-based analysis. FEMS Microbiology Letters, 2010, 305(1): 49-57 (doi: 10.1111/j.1574-6968.2010.01911.x).
- Zellner G., Stackebrandt E., Nagel D., Messner P., Weiss N., Winter J. Anaerofilum pentosovorans gen. nov., sp. nov., and Anaerofilum agile sp. nov., two new, strictly anaerobic, mesophilic, aci-dogenic bacteria from anaerobic bioreactors. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 1996, 46(4): 871-875 (doi: 10.1099/00207713-46-4-871).
- Schwiertz A., Hold G.L., Duncan S.H. Anaerostipes caccae gen. nov., sp. nov., a new saccharo-lytic, acetate-utilising, butyrate-producing bacterium from human faeces. Systematic and Applied Microbiology, 2002, 25(1): 46-51 (doi: 10.1078/0723-2020-00096).
- Russell J.B., Sharp W.M., Baldwin R.L. The effect of pH on maximum bacterial growth rate and its possible role as a determinant of bacterial competition in the rumen. Journal of Animal Science, 1979, 48(2): 251-255 (doi: 10.2527/jas1979.482251x).
- Wang X., Li X., Zhao C., Hu P., Chen H., Liu Z., Liu G., Wang Z. Correlation between composition of the bacterial community and concentration of volatile fatty acids in the rumen during the transition period and ketosis in dairy cows. Applied and Environmental Microbiology, 2012, 78(7): 2386-2392 (doi: 10.1128/AEM.07545-11).
- Goto H., Qadis A.Q., Kim Y.H., Ikuta K., Ichijo T., Sato S. Effects of a bacterial probiotic on ruminal pH and volatile fatty acids during subacute ruminal acidosis (SARA) in cattle. Journal of Veterinary Medical Science, 2016, 78(10): 1595-1600 (doi: 10.1292/jvms.16-0211).
- Neil S.D., Mackie D.P., Logan E.F. Campylobacter mastitis in dairy cows. Veterinary Record, 1982, 110(21): 505-506 (doi: 10.1136/vr.110.21.505).
- McGillivery D.J., Nicholls T.J., Hatch P.H. Isolation of Fusobacterium necrophorum from a case of bovine mastitis. Australian Veterinary Journal, 1984, 61(10): 325 (doi: 10.1111/j.1751-0813.1984.tb07141.x).
- Pillai D.K., Amachawadi R.G., Baca G., Narayanan S., Nagaraja T.G. Leukotoxic activity of Fusobacterium necrophorum of cattle origin. Anaerobe, 2019, 56: 51-56 (doi: 10.1016/j.anaer-obe.2019.02.009).
- Hoffer M.A. Bovine campylobacteriosis: a review. Canadian Veterinary Journal, 1981, 22(11): 327-330.
- Jayananda S., Gollol-Raju N.S., Fadul N. Gemella species bacteremia and stroke in an elderly patient with respiratory tract infection. Case Reports in Medicine, 2017, 2017: 1098527 (doi: 10.1155/2017/1098527).
- Caswell J.L., Archambault M. Mycoplasma bovis pneumonia in cattle. Animal Health Research Reviews, 2007, 8(2): 161-186 (doi: 10.1017/S1466252307001351).
- Zhang F., Fang Y., Pang F. Rare Shewanella spp. associated with pulmonary and bloodstream infections of cancer patients, China: a case report. BMC Infectious Diseases, 2018, 18, 454 (doi: 10.1186/s12879-018-3354-8).
- Liu T., Yang Z., Zhang X., Han N., Yuan J., Cheng Y. 16S rDNA analysis of the effect of fecal microbiota transplantation on pulmonary and intestinal flora. 3 Biotech, 2017, 7: 370 (doi: 10.1007/s13205-017-0997-x).
- Lebeer S., Bron P.A., Marco M.L., Van Pijkeren J.-P., O'Connell Motherway M., Hill C., Pot B., Roos S., Klaenhammer T. Identification of probiotic effector molecules: present state and future perspectives. Current Opinion in Biotechnology, 2018, 49: 217-223 (doi: 10.1016/j.cop-bio.2017.10.007).
- Lee D.K., Park S.Y., An H.M., Kim J.R., Kim M.Ji., Lee S.W., Cha M.K., Kim S.A., Chung M.J., Lee K.O., Ha N.J. Antimicrobial activity of Bifidobacterium spp. isolated from healthy adult Koreans against cariogenic microflora. Archives of (Oral Biology, 2011, 56(10): 10471054 (doi: 10.1016/j.archoralbio.2011.03.002).
- Page J.A., Lubbers B., Maher J., Ritsch L., Gragg S.E. Investigation into the efficacy of Bdel-lovibrio bacteriovorus as a novel preharvest intervention to control Escherichia coli O157:H7 and Salmonella in cattle using an in vitro model. Journal of Food Protection, 2015, 78(9): 1745-1749 (doi: 10.4315/0362-028X.JFP-15-016).
- Renaud D.L., Kelton D.F., Weese J.S., Noble C., Duffield T.F. Evaluation of a multispecies probiotic as a supportive treatment for diarrhea in dairy calves: A randomized clinical trial. Journal of Dairy Science, 2019, 102(5): 4498-4505 (doi: 10.3168/jds.2018-15793).
- Cepeljnik T., Zorec M., Kostanjsek R., Nekrep F.V., Marinsek-Logar R. Is Pseudobutyrivibrio xylanivorans strain Mz5T suitable as a probiotic? An in vitro study. Folia Microbiologica, 2003, 48(3): 339-345 (doi: 10.1007/BF02931363).
- Cornick N.A., Jensen N.S., Stahl D.A., Hartman P.A., Allison M.J. Lachnospira pectinoschiza sp. nov., an anaerobic pectinophile from the pig intestine. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 1994, 44(1): 87-93 (doi: 10.1099/00207713-44-1-87).
- Prins R.A., Lankhorst A., van der Meer P., Van Nevel C.J. Some characteristics of Anaerovibrio lipolytica a rumen lipolytic organism. Antonie Van Leeuwenhoek, 1975, 41(1): 1-11 (doi: 10.1007/BF02565031).
- Woo V., Alenghat T. Host-microbiota interactions: epigenomic regulation. Current Opinion in Immunology, 2017, 44: 52-60 (doi: 10.1016/j.coi.2016.12.001).
- Галочкина В.П., Агафонова А.В., Галочкин В.А. Гипотеза о специфической взаимосвязи пероксисомальных, митохондриальных и цитоплазматических процессов в регуляции обмена веществ у высокопродуктивных жвачных. Сельскохозяйственная биология, 2018, 53(2): 223-234 (doi: 10.15389/agrobiology.2018.2.223rus).
- Belasco I.J. New nitrogen feed compounds for ruminants — a laboratory evaluation. Journal of Animal Science, 1954, 13: 601-610.
- Kurihara S., Oda S., Kato K., Kim H.G., Koyanagi T., Kumagai H., Suzuki H. A novel putrescine utilization pathway involves gamma-glutamylated intermediates of Escherichia coli K-12. Journal of Biological Chemistry, 2005, 280(6): 4602-4608 (doi: 10.1074/jbc.M411114200).
- Matsumoto D., Takagi M., Fushimi Y., Okamoto K., Kido M., Ryuno M., Imura Y., Matsu-naga M., Inokoshi K., Shahada F., Deguchi E. Effects of gamma-aminobutyric acid administration on health and growth rate of group-housed Japanese black calves fed using an automatic controlled milk feeder. Journal of Veterinary Medical Science, 2009, 71(5): 651-656 (doi: 10.1292/jvms.71.651).
- Cho Y.R., Chang J.Y., Chang H.C. Production of y-aminobutyric acid (GABA) by Lactobacillus buchneri isolated from Kimchi and its neuroprotective effect on neuronal cells. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 2007, 17(1): 104-109.
- Park K.B., Ji G.E., Park M.S., Oh S.H. Expression of rice glutamate decarboxylase in Bifidobacterium longum enhances gamma-aminobutyric acid production. Biotechnology Letters, 2005, 27(21): 1681-1684 (doi: 10.1007/s10529-005-2730-9).
- Nanninga, H.J., Drent W.J., Gottschal J.C. Fermentation of glutamate by Selenomonas ac-idaminophila sp. nov. Archives of Microbiology, 1987, 147(2): 152-157.
- Buckel W. Unusual enzymes involved in five pathways of glutamate fermentation. Applied Microbiology and Biotechnology, 2001, 57(3), 263-273 (doi: 10.1007/s002530100773).
- Kleiber M., Black A.L., Brown M.A., Tolbert B.M. Propionate as a precursor of milk constituents in the intact dairy cow. Journal of Biological Chemistry, 1953, 203(1): 339-346.
- Kunita N. Bacterial oxidation of phenylacetic acid. I. The pathway through homoprotocatechuic acid. Medical Journal of Osaka University, 1955, 6: 697-702.
- Teufel R., Mascaraque V., Ismail W., Voss M., Perera J., Eisenreich W., Haehnel W., Fuchs G. Bacterial phenylalanine and phenylacetate catabolic pathway revealed. Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 2010, 107(32): 14390-14395 (doi: 10.1073/pnas.1005399107).
- Berg J.M., Tymoczko J.L., Stryer L. Biochemistry (5th ed.). NY, W.H. Freeman and Company, 2002.